• No results found

University of Groningen Lubrication by salivary conditioning films Veeregowda, Deepak Halenahally


Academic year: 2022

Share "University of Groningen Lubrication by salivary conditioning films Veeregowda, Deepak Halenahally"


Bezig met laden.... (Bekijk nu de volledige tekst)

Hele tekst


Lubrication by salivary conditioning films Veeregowda, Deepak Halenahally

IMPORTANT NOTE: You are advised to consult the publisher's version (publisher's PDF) if you wish to cite from it. Please check the document version below.

Document Version

Publisher's PDF, also known as Version of record

Publication date:


Link to publication in University of Groningen/UMCG research database

Citation for published version (APA):

Veeregowda, D. H. (2012). Lubrication by salivary conditioning films. s.n.


Other than for strictly personal use, it is not permitted to download or to forward/distribute the text or part of it without the consent of the author(s) and/or copyright holder(s), unless the work is under an open content license (like Creative Commons).

The publication may also be distributed here under the terms of Article 25fa of the Dutch Copyright Act, indicated by the “Taverne” license.

More information can be found on the University of Groningen website: https://www.rug.nl/library/open-access/self-archiving-pure/taverne- amendment.

Take-down policy

If you believe that this document breaches copyright please contact us providing details, and we will remove access to the work immediately and investigate your claim.

Downloaded from the University of Groningen/UMCG research database (Pure): http://www.rug.nl/research/portal. For technical reasons the number of authors shown on this cover page is limited to 10 maximum.





Lubrication by Salivary Conditioning  Films 


Deepak Halenahally Veeregowda 



Lubrication by Salivary Conditioning Films 

University Medical Center Groningen, University of Groningen  Groningen, The Netherlands 


Printing of this thesis is sponsored by UMCG and Ducom Instruments (Europe) B.V. 


Copyright © 2012 by Deepak Halenahally Veeregowda  ISBN (printed version): 978‐90‐367‐5944‐1 

ISBN (electronic version): 978‐90‐367‐5945‐8




Lubrication by Salivary Conditioning Films 



ter verkrijging van het doctoraat in de  Medische Wetenschappen  aan de Rijksuniversiteit Groningen 

op gezag van de 

Rector Magnificus, dr. E. Sterken,  in het openbaar te verdedigen op 

maandag 7 januari 2013  om 16.15 uur 



Deepak Halenahally Veeregowda  geboren op 16 februari 1984 

te Bangalore, India  


  Prof. dr. H.C. van der Mei  Prof. dr. A. Vissink 


Copromotor:        Dr. P.K. Sharma   


Beoordelingscommissie :   Prof. dr. E. Veerman 

        Prof. dr. A. Herrmann  

        Prof. dr. G. Raghoebar 



Paranimfen:   Katya Ovchinnikova         Shariyar Sharifi 




For my mom and dad….       



Chapter 1  General Introduction      1 

  Chapter 2  Influence of fluoride‐detergent combinations on the visco‐

elasticity of adsorbed salivary protein films    (European Journal of Oral Science 2010; 119: 21‐26) 



Chapter 3  Role of structure and glycosylation of adsorbed protein  films in biolubrication  

 (PlOS One 2012; 7(8): e42600) 



Chapter 4  Boundary lubrication by brushed salivary conditioning  films and their degree of glycosylation 

 (Clinical Oral Investigations 2012; 16:1499‐1506) 



Chapter 5  Recombinant cationic proteins to improve biolubrication



Chapter 6  Stannous fluoride increases the protection offered by  salivary conditioning films against erosion  


Chapter 7  General discussion








  155    Acknowledgements          163         












Chapter 1 

General introduction 




Articulating surfaces in the healthy human body like hip and knee joints, eye lids  and  the  tongue  are  well  lubricated  and  encourage  social  activities,  whereas  absence of this lubrication greatly deteriorates the quality of life, as observed in  patients  with  Sjögrens  syndrome  [1‐3].  Lubrication  at  the  articulating  surfaces  is  attributed to interstitial fluids like synovial fluid secreted in the knee and hip joint  spaces [4], tears secreted onto the cornea [5] and saliva secreted in the oral cavity  [6]. The mechanism of biolubrication between the articulating body surfaces is a  function of the sliding velocity and contact pressures and depends on the friction  coefficient, i.e. ratio of the friction to normal force. In Figure 1, three regimes of  lubrication  mechanisms  are  shown,  i.e.  boundary,  elasto‐hydrodynamic  and  hydrodynamic  lubrication  that can  all exist during the  articulation of the various  surfaces [5, 7, 8]. Boundary lubrication is expected in the oral cavity especially at  molar  surfaces  [8]  with  a  contact  pressure  of  87  MPa  [9].  Elasto‐hydrodynamic  lubrication is suggested for oral soft tissues [8, 10, 11] and eye lids moving over  the  cornea  [5]  operating  at  contact  pressures  of  50  KPa  [12]  and  1  KPa  [13],  respectively.  A  combination  of  elasto‐hydrodynamic  and  hydrodynamic  lubrication is observed for cartilage surfaces in knee and hip joints [5, 7] at contact  pressure  of  7.5  MPa  [14].  Boundary  lubrication  becomes  the  dominating  lubrication  mechanism  after  exhaustion  of  hydrodynamic  and  elasto‐

hydrodynamic  lubrication  [15‐18].  Therefore,  boundary  lubrication  is  considered  as  the  final  protective  physiological  lubrication  mechanism.  In  boundary  lubrication,  the  sliding  surfaces  are  in  contact  (see  Fig.  1)  and  the  friction  coefficient  is  lowered  by  an  adsorbed  thin  film  of  boundary  lubricants  like  a  salivary conditioning film on oral surfaces [19], hyaluronic acid and proteoglycans  from  synovial  fluid  [16],  and  ocular  mucins  from  tears  [20].  However,  the 



3  mechanism of boundary lubrication by these naturally occurring conditioning films  is not well understood.   


  Figure 1 Stribeck curve indicating different lubrication regimes during articulation  at varying sliding velocities and contact pressure.  

Boundary  lubrication:  Sliding  surfaces  (A  and  B)  in  a  fluid  medium  (blue)  are  in  contact and shear the adsorbed thin protein film (orange). The friction coefficient  is high and stable, as expected for between hard surfaces (teeth) in the oral cavity. 

Elasto‐hydrodynamic lubrication: Sliding surfaces with adsorbed protein films are  well separated in the presence of a fluid medium formed from elastic deformation  of the surfaces. The friction coefficient is low and decreases with increasing ratio  of (viscosity x velocity) over pressure, as for example in soft contacts between the  cornea and the eye lids and between opposing joint surfaces. 

Hydrodynamic  lubrication:  Sliding  surfaces  with  adsorbed  protein  films  are  completely  separated  by  a  thick  fluid  medium  and  there  is  a  low  friction  coefficient.  This  friction  coefficient  increases  due  to  an  increase  in  velocity,  leading  to  dissipation  of  the  fluid  medium.  For  example,  a  high  viscous  synovial  fluid  separates  cartilage  surfaces  at  knee  joints.  Due  to  (patho)physiological 


activities  the  viscosity  of  the  synovial  fluid  can  become  lower  resulting  in  an  increase in friction at the knee joints. 


Interestingly,  boundary  lubrication  in  the  oral  cavity  has  to  persist  under  severe  and ever changing conditions. It is only in the oral cavity that articulating surfaces  like tooth enamel, tongue, palate, cheeks and floor of the mouth are exposed to  either chemical or mechanical perturbations almost on an hourly basis, i.e. during  eating,  drinking,  chewing,  swallowing,  speech,  use  of  oral  and  pharmaceutical  products  and  toothbrushing.  Fascinatingly,  in  a  healthy  person,  the  adsorbed  salivary proteins exert a lubricating action on all oral surfaces under these varying  physiological conditions.  


Because  of  the  interesting  daily  perturbations  of  salivary  conditioning  films,  the  ease of accessibility of saliva and the oral cavity in general, we have chosen oral  salivary conditioning films as a model for our biolubrication studies.  



A salivary conditioning film is a mixture of adsorbed salivary proteins like mucins,  proline‐rich proteins, histatins and statherins [19, 21, 22] found on all surfaces in  the oral cavity [23, 24]. These conditioning films have an enormous influence on  oral  health  due  to  their  role  in  protecting  oral  surfaces  against  erosion,  caries,  periodontitis  [26‐27],  mechanical  abrasion  [28,  29]  and  noxious  influences  from,  e.g.,  oral  flora,  drinks  and  food.  Erosion  and  caries  protection  is  due  to  the  buffering  capacity  of  salivary  conditioning  films,  including  its  selective  ion  permeable  like  network  [27].  The  abrasion  resistance  created  by  the  salivary  conditioning  films  is  through  wear  resistant  lubrication  between  oral  sliding  surfaces [6, 8, 10, 28, 30‐33]. The lubricating effect by salivary conditioning films  adsorbed  on  glass  was  demonstrated  in  vitro  against  a  sliding  silica  ball  and 



5  showed  a  10  times  decrease  in  coefficient  of  friction  at  a  contact  pressure  of       380 MPa when compared to coefficient of friction between a silica ball sliding on  glass without an adsorbed salivary conditioning film [34]. However, it is unknown  which  proteins  in  salivary  conditioning  films  contribute  most  to  boundary  lubrication [11, 35‐38].  


Patients  with  hyposalivation,  where  the  salivary  flow  is  hampered  by  disfunctioning  salivary  glands  as  e.g.  after  radiation  therapy,  may  struggle  with  severe pain and oral dryness due to an in complete salivary conditioning film and  therewith  reduced  biolubrication  [39,  40].  Glycosylated  mucins  are  known  for  immobilizing  water  molecules  during  articulation  of  opposing  surfaces  [38],  especially  in  the  oral  cavity  during  speaking,  mastication  and  swallowing,  and  assist in comfort during social activities. Whether there is a relationship between  degree of glycosylation and lubrication is unknown, however.  



Oral  health  care  products  like  toothbrushes  and  toothpastes,  are  designed  to  remove biofilms in the oral cavity in order to improve dental hygiene and prevent  disease,  but  they  also  affect  the  adsorbed  salivary  conditioning  film  covering  all  surfaces in the oral cavity. Toothpastes with detergents like sodium lauryl sulfate  or  sodium  hexametaphosphate  are  increasing  the  wettability  of  salivary  conditioning films [41, 42] and, simultaneously desorb adsorbed salivary proteins  from  the  enamel  surface  [43].  Not  surprisingly,  these  changes  in  the  wettability  and adsorbed mass of the salivary conditioning films can be restored by saliva due  to  a  naturally  occurring  mechanisms  called  “polar‐apolar  layering”  in  salivary  conditioning  film  formation  [41].  However,  the  secondary  salivary  conditioning 


film can have different mechanical and physico‐chemical structures that may lead  to  changes  in  sensory  perception,  as  often  experienced  after  tooth  brushing  conditions.  


Oral  sensory  perception  is  a  collective  response  by  various  mechanoreceptors  facing  chemical  and  mechanical  perturbations  in  the  oral  cavity  [44].  The  mechano‐receptors on the tongue can be triggered by either gustatory perception  and  tactile  perception  or  both.  However,  in  the  PhD  research  presented  in  this  thesis we will concentrate on the tactile perception by the tongue. There are very  few studies that identify physical parameters associated with the sensory feeling  [45‐47]. One can speculate that the salivary conditioning film acts as an interface  between  tongue  and  tooth  enamel  and  triggers  the  sensory  feelings  like  smoothness, cleanliness and dryness. Interestingly, a sensory perception study in  dry  mouth  patients  evaluating  various  saliva  substitutes,  showed  that  a  saliva  substitute with glycosylated mucins components provided the best moist feeling  and  comfort  for  speech  and  mastication  [48,  49].  Identifying  the  role  of  salivary  conditioning film in lubrication and sensory perception of smoothness, cleanliness  and dryness can provide clues for the development of improved therapeutics for  dry mouth patients and, in designing the consumer preferred oral products.  



Friction forces between sliding  surfaces can  be controlled by tuning the physical  parameters like adhesion force, roughness, toughness, contact area and thickness  of the lubricating film separating the sliding surfaces. Nanotribology, the science  of  friction,  wear  and  lubrication  at  nanoscale,  sheds  light  on  the  relationships  between the friction force and various physical parameters, as described below: 



7  1) Relationship between friction force and adhesion force: Amonton’s law states  that  friction  force  at  a  sliding  interface  is  directly  proportional  to  the  applied  normal force at macroscale. At nanoscale friction experiments, the friction force is  not  only  proportional  to  the  applied  normal  force  but  also  depends  on  the  adhesion force, as described in equation 1 [50]:  



where, f is the friction force (nN), µ is the coefficient of friction (constant), Fn the  applied  normal  force  (nN)  and  Fadh  is  the  surface  adhesion  force  (nN).  From  equation 1 it follows that decreasing adhesion forces reduce friction forces. 

2) Relationship between friction force  and contact area: Friction force is  directly  proportional with the contact area, according to equation 2 [51]:  


  f = τ*AC       (2)   

where,  τ  is  the  interfacial  shear  stress  (Pa)  and  Athe  contact  area  (m2).  At  constant  interfacial  shear  stress  and  decreasing  contact  area,  the  friction  force  will  reduce.  It  has  to  be  noted  that  the  contact  area  depends  on  the  surface  roughness and elastic modulus of the conditioning film.  

3)  Relationship  between  friction  force  and  separation  between  the  contacting  surfaces: In rheology the shear stress between sliding bodies in a Newtonian fluid  is proportional with the shear rate at the interface, as described in equation 3: 



n adh

f = μ *[F + F ]

. . V

τ = η*γ , and γ



where,  η  is  the  viscosity  of  the  fluid  (Pa  s),  γ.  the  shear  rate  (s‐1),    V  the  sliding  velocity  (m  s‐1),  and  D  is  the  separation  between  the  sliding  bodies  (m).  By  combining  equations  2  and  3,  we  can  deduce  an  inversely  proportional  relationship between the friction force and the separation distance between the  sliding bodies, as described in equation 4:  



This relationship has been demonstrated experimentally on biomimetic lubricants  like polymer brushes [52, 53]. 


Examining  the  role  of  these  relationships  in  naturally  occurring  lubricating  films  like  salivary  conditioning  films  is  novel.  Most  importantly  it  will  give  us  the  intricate  details  for  designing  the  biomimetic  lubricants  that  may  alleviate  pain  and discomfort in diseased lubrication conditions like arthritis and hyposalivation.  



The aim of this thesis is to provide a comprehensive analysis of biolubrication in  the oral cavity at a molecular level and to identify the role of salivary conditioning  films  in  lubrication  and  oral  tactile  perception.  Influences  of  chemical  and  mechanical  perturbation  of  salivary  conditioning  films  on  biolubrication  will  be  analyzed  and  effects  of  recombinant  proteins  adsorbed  into  adsorbed  salivary  protein  films  on  biolubrication  are  determined,  to  provide  a  clue  to  improve  current saliva substitutes. 


f = D




1.   Jakobsson  U,  Hallberg  IR  (2006)  Quality  of  life  among  older  adults  with         osteoarthritis: An explorative study. J Gerentol Nurs 32:51‐60.  

2.   Stewart  CM,  Berg  KM,  Cha  S,  Reeves  WM  (2008)  Salivary  dysfunction  and  quality of  life in Sjögren syndrome: A  critical oral‐systemic connection. J Am  Dent Assoc 139:291‐298.  

3.   Bowman SJ (2010) Sjögren's syndrome. Medicine 38:105‐108.  

4.   Katta  J,  Jin  Z,  Ingham  E,  Fisher  J  (2008)  Biotribology  of  articular  cartilage‐a  review of the recent advances. Med Eng Phys 30:1349‐1363.  

5.   Jin  ZM,  Dowson  D  (2005)  Elastohydrodynamic  lubrication  in  biological  systems. Proc Inst Mech Eng J J Eng Tribol 219:367‐380.  

6.   Zhou  ZR,  Zheng  J  (2006)  Oral  tribology.  Proc  Inst  Mech  Eng  J  J  Eng  Tribol  220:739‐754.  

7.   Wright V, Dowson D (1976) Lubrication and cartilage. J Anat 121:107‐118.  

8.   Aguirre  A,  Mendoza  B,  Levine  MJ,  Hatton  MN,  Douglas  WH  (1989)  In  vitro  characterization of human salivary lubrication. Arch Oral Biol 34:675‐677.  

9.   Dejak  B,  Mlotkowski  A,  Romanowicz  M  (2003)  Finite  element  analysis  of  stresses in molars during clenching and mastication. J Prosthet Dent 90:591‐


10.  Rees  ES  et  al.  (1990)  Hard  tissue  lubrication  by  salivary  fluids.  Clin  Mater  6:151‐161.  

11.  Bongaerts  JHH,  Rossetti  D,  Stokes  JR  (2007)  The  lubricating  properties  of  human whole saliva. Tribol Lett 27:277‐287.  

12.  McGlone  RE,  Proffit  WR  (1972)  Correlation  between  functional  lingual  pressure and oral cavity size. Cleft Palate J 9:229‐235. 

13.  Shaw AJ, Collins MJ, Davis BA, Carney LG (2010) Eyelid pressure and contact  with the ocular surface. Invest Ophth Vis Sci 51:1911‐1917.  


14.  Morrell  KC,  Hodge WA, Krebs DE, Mann  RW (2005) Corroboration of  in vivo  cartilage  pressures  with  implications  for  synovial  joint  tribology  and  osteoarthritis causation. Proc Natl Acad Sci USA 102:14819‐14824. 

15.  Schmidt  TA,  Gastelum  NS,  Nguyen  QT,  Schumacher  BL,  Sah  RL  (2007)  Boundary lubrication of articular cartilage: role of synovial fluid constituents. 

Arthritis Rheum 56:882‐891.  

16.  Greene  GW  et  al.  (2011)  Adaptive  mechanically  controlled  lubrication  mechanism found in articular joints. Proc Natl Acad Sci USA 108: 5255‐5259.  

17.  Klein  J  (2006)  Molecular  mechanisms  of  synovial  joint  lubrication.  Proc  Inst  Mech Eng Part J  220:691‐710.  

18.  Elsaid KA, Jay GD, Warman ML, Rhee DK, Chichester CO (2005) Association of  articular  cartilage  degradation  and  loss  of  boundary‐lubricating  ability  of  synovial  fluid  following  injury  and  inflammatory  arthritis.  Arthritis  Rheum  52:1746‐1755.  

19.  Berg CH, Lindh L, Arnebrant T (2004) Intraoral lubrication of PRP‐1, statherin  and mucin as studied by AFM. Biofouling 20:65‐70.  

20.  Davidson  HJ,  Kuonen  VJ  (2004)  The  tear  film  and  ocular  mucins.  Vet  Ophthalmol 7:71‐77.  

21.  Walz  A  et  al.  (2006)  Proteome  analysis  of  glandular  parotid  and  submandibular‐sublingual saliva in comparison to whole human saliva by two‐

dimensional gel electrophoresis. Proteomics 6:1631‐1639. 

22.  Hannig M, Herzog S, Willigeroth SF, Zimehl R (2001) Atomic force microscopy  study of  salivary pellicles formed on enamel and glass in vivo. Colloid Polym  Sci 279:479‐483.  

23.  Schipper  RG,  Silletti  E,  Vinyerhoeds  MH  (2007)  Saliva  as  research  material: 

biochemical,  physicochemlical  and  practical  aspects.  Arch  Oral  Biol  52:1114‐




11  24.  Schipper  R  et  al.  (2007)  SELDI‐TOF‐MS  of  saliva:  Methodology  and  pre‐

treatment effects. J Chrom B Biomed Sci Appl 847:45‐53. 

25.  Amaechi BT, Higham SM, Edgar WM, Milosevic A (1999) Thickness of acquired  salivary  pellicle  as  a  determinant  of  the  sites  of  dental  erosion.  J  Dent  Res  78:1821‐1828.  

26.  Hara  AT  et  al.  (2006)  Protective  effect  of  the  dental  pellicle  against  erosive  challenges in situ. J Dent Res 85:612‐616.  

27.  Hannig  M,  Balz  M  (1999)  Influence  of  in  vivo  formed  salivary  pellicle  on  enamel erosion. Caries Res 33:372‐379.  

28.  Sajewicz E (2009) Effect of saliva viscosity on tribological behaviour of tooth  enamel. Tribol Int 42:327‐332.  

29.  Joiner  A  et  al.  (2008)  The  protective  nature  of  pellicle  towards  toothpaste  abrasion on enamel and dentine. J Dent 36:360‐368.  

30.  Bongaerts  JHH,  Cooper‐White  JJ,  Stokes  JR  (2009)  Low  biofouling  chitosan‐

hyaluronic  acid  multilayers  with  ultra‐low  friction  coefficients. 

Biomacromolecules 10:1287‐1294.  

31.  Prinz JF, De Wijk RA, Huntjens L (2007) Load dependency of the coefficient of  friction of oral mucosa. Food Hydrocolloid 21:402‐408.  

32.  Reeh  ES,  Douglas  WH,  Levine  MJ  (1996)  Lubrication  of  saliva  substitutes  at  enamel‐to‐enamel contacts in an artificial mouth. J Prosthet Dent 75:649‐656.  

33.  Gans  RF,  Watson  GE,  Tabak  LA  (1990)  A  new  assessment  in  vitro  of  human  salivary lubrication using a compliant substrate. Arch Oral Biol 35:487‐492.  

34.  Berg ICH, Rutland MW, Arnebrant T (2003) Lubricating properties of the initial  salivary pellicle ‐ an AFM study. Biofouling 19:365‐369.  

35.  Cardenas  M,  Elofsson  U,  Lindh  L  (2007)  Salivary  mucin  MUC5B  could  be  an  important  component  of  in  vitro  pellicles  of  human  saliva:  an  in  situ 


ellipsometry and atomic force microscopy study. Biomacromolecules 8:1149‐


36.  Coles  JM,  Chang  DP,  Zauscher  S  (2010)  Molecular  mechanisms  of  aqueous  boundary  lubrication  by  mucinous  glycoproteins.  Curr  Opin  Colloid  Interface  Sci 15:406‐416.  

37.  Yakubov  GE,  McColl  J,  Bongaerts  JHH,  Ramsden  JJ  (2009)  Viscous  boundary  lubrication of hydrophobic surfaces by mucin. Langmuir 25:2313‐2321.  

38.  Lee S, Spencer ND (2008) Sweet, hairy, soft, and slippery. Science 319:575‐576.  

39.  Mariotti  A  (2007)  in  xPharm:  The  Comprehensive  Pharmacology  Reference,  eds S.J. Enna & David B. Bylund (Elsevier, New York), pp 1‐4.  

40.  Hahnel  S,  Behr  M,  Handel  G,  Bargers  R  (2009)  Saliva  substitutes  for  the  treatment  of  radiation‐induced  xerostomia:  a  review.  Suppor  Care  Cancer  17:1331‐1343. 

41.  Van  der  Mei  HC,  White  DJ,  Atema‐Smit  J,  Geertsema‐Doornbusch  GI,  Busscher  HJ  (2012)  Surface  thermodynamic  homeostasis  of  salivary  conditioning films through polar‐apolar layering. Clin Oral Investig 16:109‐115. 

42.  Van der Mei HC et al. (2002) Influence of dentifrices and dietary components  in saliva on wettability of pellicle‐coated enamel in vitro and in vivo. Eur J Oral  Sci 110:434‐438.  

43.  Svendsen IE, Lindh L, Arnebrant T (2006) Adsorption behaviour and surfactant  elution of cationic salivary proteins at solid/liquid interfaces, studied by in situ  ellipsometry. Colloid Surface B 3:157‐166.  

44.  Guinard  J,  Mazzucchelli  R  (1996)  The  sensory  perception  of  texture  and  mouthfeel. Trends Food Sci Tech 7:213‐219.  

45.  Davies  GA,  Wantling  E,  Stokes  JR  (2009)  The  influence  of  beverages  on  the  stimulation  and  viscoelasticity  of  saliva:  Relationship  to  mouthfeel?  Food  Hydrocolloid 23:2261‐2269.  



13  46.  Rossetti  D,  Bongaerts  JHH,  Wantling  E,  Stokes  JR,  Williamson  A  (2009)  Astringency  of  tea  catechins:  more  than  an  oral  lubrication  tactile  percept. 

Food Hydrocolloid 23:1984‐1992.  

47.  Jones  CS,  Billington  RW,  Pearson  GJ  (2004)  The  in  vivo  perception  of  roughness of restorations. Br Dent J 196:42‐45.  

48.  Vissink  A  et  al.  (1987)  The  efficacy  of  mucin‐containing  artificial  saliva  in  alleviating symptoms of xerostomia. Gerodontology 6:95‐101.  

49.  Vissink  A,  De  Jong  HP,  Busscher  HJ,  Arends  J,  's‐Gravenmade  EJ  (1986)  Wetting  properties  of  human  saliva  and  saliva  substitutes.  J  Dent  Res  65:1121‐1124. 

50.  Johnson KL, Kendall K, Roberts AD (1971) Surface energy and the contact of  elastic solids. P Roy Soc Lond A Mat 324:301‐313.  

51.  Szlufarska  I,  Chandross  M,  Carpick  RW  (2008)  Recent  advances  in  single‐

asperity nanotribology. J Phys D Appl Phys 41:123001‐123023.  

52.  Klein  J,  Kumacheva  E,  Mahalu  D,  Perahia  D,  Fetters  LJ  (1994)  Reduction  of  frictional  forces  between  solid  surfaces  bearing  polymer  brushes.  Nature  370:634‐636.  

53.  Klein  J  et  al.  (1993)  Lubrication  forces  between  surfaces  bearing  polymer  brushes. Macromolecules 26:5552‐5560. 




Chapter 2 

Influence of fluoride‐detergent combinations on the   visco‐elasticity of adsorbed salivary protein films 


Veeregowda  DH,  Van  der  Mei  HC,  Busscher  HJ,  Sharma  PK  (2011)  Eur  J  Oral  Sci  119:21‐26 .  



Visco‐elasticity  of  salivary‐protein‐films  relates  with  mouthfeel,  lubrication,  biofilm formation and protection against erosion and is influenced by adsorption  of  toothpaste  components.  Hydrated  film  thickness  and  visco‐elasticity,  determined by a Quartz Crystal Microbalance, of 2 h old in vitro adsorbed salivary‐

protein‐films  were  43.5  nm  and  9.4  MHz,  whereas  the  dehydrated  thickness,  measured  using  X‐ray  photoelectron  spectroscopy,  was  2.4  nm.  Treatment  with  toothpaste slurries decreased the film thickness depending on fluoride‐detergent  combination  involved.  Secondary  exposure  to  saliva  increased  the  film  thickness  to much of its original thickness, although no relation existed between hydrated  and  de‐hydrated  film  thicknesses  indicating  differences  in  film  structure. 

Treatment with  stannous  fluoride –  sodium  lauryl  sulphate (SnF2‐SLS) containing  toothpaste slurries yielded a strong, immediate two‐fold increase in characteristic  film frequency with respect to untreated films, indicating cross‐linking in adsorbed  salivary‐protein‐films by Sn2+ that was absent when SLS was replaced by sodium  hexametaphosphate (NaHMP). Secondary exposure to saliva of films treated with  SnF2 caused a  strong six‐fold increase in characteristic frequency compared with  primary  salivary‐protein‐films,  regardless  whether  SLS  or  NaHMP  was  the  detergent. This suggests that ionized stannous, is not directly available for cross‐

linking in combination with highly negatively charged NaHMP, but becomes slowly  available after initial treatment to cause cross‐linking during secondary exposure  to saliva. 




Salivary film structure 



Adsorbed salivary protein films form on all surfaces exposed to the oral cavity and  consist of a wide variety of different proteins and glycoproteins [1‐3].  Important  functions  of  adsorbed  salivary  protein  films  are  lubrication  [4‐6],  as  well  as  protection  against  erosion  [7,  8]  and  abrasion  [9].  Moreover,  adhesion  of  oral  pathogens  nearly  always  takes  place  to  an  adsorbed  protein  film  and  not  to  nascent enamel surfaces. Oral hygiene products, including toothpastes, are mainly  designed for biofilm control, but their detergents and other active ingredients also  affect the properties of adsorbed salivary protein films [10, 11]. Additionally, the  kinetics  of  action  of  these  ingredients  may  be  influenced  by  the  formulation  chemistry of the toothpaste, i.e. either being aqueous or non‐aqueous in nature. 

A  non‐aqueous  formulation  is  sometimes  applied  to  ensure  stability  of  components  that  would  interact  in  aqueous  systems,  like  for  instance  the  combination of SnF2 with NaHMP as a detergent. 


X‐ray  photoelectron  spectroscopy  (XPS)  and  contact  angle  studies  on  salivary  protein  films  exposed  to  different  oral  health  care  products  have  indicated  that  components of these products may be adsorbed to the adsorbed protein film to  affect  their  hydrophobicity  [12].  Also  in  vivo,  water  contact  angles  on  the  front  incisors of human volunteers decreased from 64 to 47 degrees after use of a NaF‐

SLS  containing  toothpaste,  while  inclusion  of  NaHMP  as  a  detergent  caused  an  even further reduction to 43 degrees. Alternatively, products containing SnF2‐SLS  caused a reduction in water contact angles to only 54 degrees [10]. During the day,  water contact angles recovered to their initial values. In line, in vitro studies have  demonstrated that secondary exposure of treated adsorbed films to saliva tends  to  drive  its  surface  free  energy  [13,  14]  and  ellipsometric  thickness  [14]  back  to  their  original  values.  However,  whether  this  implies  that  the  adsorbed  salivary 


protein  film  has  recovered  also  with  respect  to  its  visco‐elastic  properties  is  not  known.  In  vitro,  SnF2  containing  toothpastes  protect  enamel  more  extensively  against erosion than NaF containing ones [15], but the use of SnFin combination  with  SLS  as  a  detergent  has  been  associated  with  discoloration.  Discoloration  while using SnF2 containing toothpaste is avoided by combination with NaHMP as  a  detergent  [16].  However,  because  stannous  ions  can  interact  with  the  highly  negative  phosphate  groups  in  NaHMP,  this  requires  a  non‐aqueous  toothpaste  formulation.  


Protection  against  erosion  as  well  as  discoloration  can  be  envisaged  as  phenomena relating with the hydrated thickness of the adsorbed protein‐film and  cross‐linking  of  proteins  within  the  film.  A  high  degree  of  cross‐linking  will  not  only impede acids to reach the enamel surface, but at the same time will prevent  chromophores  from  leaching  out  of  the  adsorbed  salivary  protein  film.  Visco‐

elastic properties of adsorbed salivary protein films, and their hydrated thickness  have been measured using a quartz crystal microbalance with dissipation (QCM‐D)  [17‐19],  and  can  be  related  with  the  degree  of  cross‐linking  in  the  protein  films  using the measured shear modulus (G) and viscosity () [20‐22] according to   

 fc = G/  (1)  


in which (fc) is the characteristic film frequency. The characteristic film frequency  relates  to  the  visco‐elastic  deformability  of  the  layer  and  its  relaxation  under  stress,  as  determined  amongst  others  by  the  packing  density  of  the  adsorbed  molecules, the hydration state of the film and cross‐linking within the film [23]. A  higher  characteristic  film  frequency  implies  a  higher  packing  density  in  the  adsorbed layer and an increased rigidity of the film.  


Salivary film structure 


The  aim of  this  study  was  to  determine the  hydrated and  dehydrated  thickness,  characteristic  frequency  and  chemical  composition  of  adsorbed  salivary  protein  films prior to and  after exposure to SnFand NaF  containing  toothpaste  slurries,  based  on  either  SLS  or  NaHMP  as  a  detergent,  and  constituted  into  aqueous  or  non‐aqueous formulations.  



Preparation of saliva and toothpaste slurry 

Human  whole  saliva  from  20  volunteers  of  both  genders  was  collected  into  ice‐

cooled  beakers  after  stimulation  by  chewing  Parafilm®  and  then  pooled,  centrifuged,  dialyzed,  and  lyophilized  for  storage.  Prior  to  lyophilization,  phenylmethylsulfonylfluoride  was  added  to  a  final  concentration  of  1  mM  as  a  protease  inhibitor  in  order  to  reduce  protein  breakdown  and  preserve  high‐

molecular  weight  mucins.  Note  that  recently  it  has  been  shown  that  freeze‐

thawing does not alter a saliva which has been stored at ‐80ºC for a period of 6  months [24]. For experiments, lyophilized saliva was reconstituted at 1.5 mg ml‐1  in buffer (50 mM potassium chloride, 2 mM potassium phosphate, 1 mM calcium  chloride,  pH  6.8).  Thus  reconstituted  saliva  will  be  referred  to  as  “saliva”. 

Volunteers  gave  their  consent  to  saliva  donation,  in  agreement  with  the  Ethics  Committee at UMCG (approval no. M09.069162). 


Toothpastes used were selected on the basis of the absence or presence of SnF2  and NaF,  in  combination  with  either  SLS or NaHMP  as  a detergent  and  included  Crest  regular®  (NaF‐SLS),  Crest  vivid  white  night®  (NaF‐NaHMP),  Crest  gum  care®  (SnF2‐SLS) and Crest pro health® (SnF2‐NaHMP). Note that all pastes are aqueous  formulations  with  the  exception  of  Crest  pro  health®  which  is  a  non‐aqueous  formulation.  All  toothpastes  were  manufactured  by  Proctor  and  Gamble 


(Cincinnati‐USA)  and  obtained  commercially.  Throughout  this  study,  25%  w/v  toothpaste  slurries  in  buffer  were  used,  prepared  after  removal  of  abrasive  particles by centrifugation at 5000g, 10oC.  


Formation of adsorbed salivary protein films and QCM‐D 

The  kinetics  of  salivary  protein  adsorption  was  studied  using  a  QCM‐D  device,  model Q‐sense E4 (Q‐sense, Gothenburg, Sweden). Gold (Au) plated AT‐cut quartz  crystals  and  hydroxyapatite  (HAP)  coated  crystals,  with  a  sensitivity  constant  of  17.7  ng  cm‐2  for  a  5  MHz  sensor  crystal,  were  used  as  substratum.  Before  each  experiment,  the  Au  crystals  were  cleaned  by  10  min  UV/ozone  treatment,  followed by immersion into a 3:1:1 mixture of ultrapure water, NH3 and H2O2 at  70°C  for  10  min,  drying  with  N2  and  another  UV/ozone  treatment.  HAP  coated  crystals were rinsed in ethanol (100%) for 15 min, followed by drying with N2 and  an UV/ozone treatment. The QCM‐D flow chamber is disc shaped with a volume  of approximately 40 l and a diameter of 11.1 mm with the inlet and outlet facing  the  crystal  surface.  At  the  start  of  each  experiment,  the  crystal  sensor  was  incubated  in  adhesion  buffer  under  flow.  When  stable  base  lines  for  both  oscillating frequency, f and dissipation, D were achieved, saliva was introduced in  the  system  by  perfusion  from  the  inlet  to  the  outlet  reservoir  by  a  peristaltic  pump  (Ismatec  SA,  Glattbrugg,  Switzerland),  without  recirculation.  Experiments  were conducted at 20°C for 2 h at a flow rate of 50 l min‐1, corresponding with a  shear rate of approximately 3 s‐1. After primary film formation, a toothpaste slurry  or  buffer  control  was  passed  through  the  chamber  for  2  min  to  form  a  paste‐

treated  or  untreated  film,  followed  by  another  2  h  of  salivary  flow  to  form  a  secondary  adsorbed  film.  After  each  step,  the  chamber  was  treated  with  buffer  for  15  min  to  remove  un‐adsorbed  salivary  proteins  or  toothpaste  components. 

The  four  chambers  available  in  the  E4  unit  were  simultaneously  used  in  parallel 


Salivary film structure 


for  primary  salivary  protein  film  formation  and  subsequently,  salivary  protein  films on the different Au crystals were treated with different toothpaste slurries. 

HAP coated  crystals were included in some experiments to investigate a possible  influence of the substrate material on the primary salivary protein film structure. 

Data were acquired using QSoft 401 2.0.1. 


Voigt model fitting 

A Voigt model containing a  spring and dash‐pot was  fitted to the  frequency  (∆f)  and dissipation (∆D) shifts using Q‐Tools 3.0.6, in order to calculate the adsorbed  salivary protein film thickness,  its shear modulus (G) and viscosity (η). The Voigt  model parameters were derived from the response of the adsorbed film, in terms  of  frequency  (∆f)  and  dissipation  (∆D)  shifts  due  to  the  deformation  induced  by  the  oscillatory  shear  motion  of  the  sensor  surface,  in  a  similar  fashion  as  the  modulus  of  elasticity  is  derived  by  dividing  the  stress  response  to  an  induced  strain.  The  shear  modulus  (G)  and  viscosity  (η)  were  then  converted  into  a  characteristic  film  frequency  using  equation  1.  Note  that,  the  frequency  shift  is  the  change  in  frequency  of  the  crystal  due  to  adsorbed  salivary  protein  film,  whereas  the  characteristic  film  frequency  (fc  =  G/)  purely  quantifies  the  visco‐

elasticity  of  the  adsorbed  salivary  protein  film.  Fluid  viscosities  used  in  the  modeling  were  1.15  mPa  s  for  saliva,  2  mPa  s  for  NaF‐SLS,  SnF2‐SLS  and  SnF2‐ NaHMP and 3mPa s for NaF‐NaHMP containing toothpaste slurries, as measured  using  a  viscometer  (Brookfield  DV‐II+Pro‐USA),  at  50  rpm  and  20°C.  Saliva  and  toothpaste slurry densities were always assumed to be 1000 kg m‐3. During buffer  flow,  the  viscosity  and  density  of  water  were  employed,  i.e.  1  mPa  s  and        1000 kg m‐3, respectively. All overtones (3, 5, 7, 9, 11 and 13) were used for fitting  and  determining  the  hydrated  thickness  and  characteristic  frequency  of  the  adsorbed protein films.  


X‐ray photoelectron spectroscopy 

Chemical  compositions  and  dehydrated  layer  thicknesses  (nm)  of  the  adsorbed  salivary  protein  films  on  bovine  enamel  were  evaluated  using  XPS  (S‐Probe  spectrometer;  Surface  Science  Instruments,  Mountain  View,  CA,  USA),  while  Au  and  HAP  coated  crystals  were  included  in  some  experiments  to  investigate  a  possible  influence  of  the  substrate  material  on  the  primary  salivary  protein  film  composition and dehydrated thickness. Bovine enamel samples were prepared by  grinding  the  surface  with  abrasive  paper  (800  and  1200  grit  size),  and  polishing  with Al2O3 powder (particle diameter of 0.05 µm) in demineralized water. Crystals  with  primary  adsorbed  salivary  protein  films  were  removed  from  the  QCM  chamber,  and  immediately  subjected  to  XPS  measurements.  Adsorbed  salivary  protein films were formed on enamel surfaces and treated as described above for  QCM‐D.  


XPS  was  conducted  at  a  photoelectron  collection  angle  of  55  degrees with  the  sample  and  an  electron  flood  gun  setting  of  10  eV.  Elemental  surface  concentrations were calculated from overall scans in the binding energy range of  1‐1100 eV with a 1000 x 250 µm spot and pass energy of 150 eV accounting for  instrumental  sensitivity  factors.  The  dehydrated  layer  thickness  was  calculated  from an overlayer model, based on attenuation of the Ca2p electron count arising  from  the  enamel  surface  with  respect  to  N1s  electron  count  from  the  overlaying  adsorbed salivary protein film [25]. 


Statistical analysis 

Thicknesses  and  characteristic  film  frequencies  obtained  after  treatment  of  a  primary  film  and  after  secondary  film  formation  were  compared  with  those  of 


Salivary film structure 


primary films using a two tailed Student t‐test. p < 0.05 was taken as statistically  significant. All the experiments described were performed in triplicate. 



The QCM‐D output ratio ΔD/Δf was greater than 10‐7 in all experiments indicating  that the films studied were highly dissipative and supporting the application of the  Voigt  model.  Frequency  shift  and  dissipation  changes  after  2  h  primary  salivary  protein  adsorption  on  Au  coated  crystals  yielded  a  hydrated  film  thickness  and  characteristic  film  frequency  of  43.5  ±  0.1  nm  and  9.4  ±  0.1  MHz  with  no  significant  effects  of  treatment  with  a  buffer  (i.e.  untreated  films)  or  secondary  film formation, as shown in Figure 1 (left panel).  


Note  that  the  use  of  an  HAP  coated  crystal  yielded  a  similar  hydrated  thickness  (38.0  ±  5.0  nm)  and  characteristic  frequency  (7.0  ±  2.0  MHz)  for  the  primary  adsorbed protein film as did the use of a Au coated crystal (see Fig. 2). Treatment  with a NaF‐NaHMP toothpaste slurry caused a decrease in film thickness to 20.0  nm with respect to untreated films (see for an example Fig. 1, right panel), with a  minor  effect  on  characteristic  film  frequency  (7.5  MHz  after  treatment). 

Secondary adsorption of salivary proteins restored the hydrated film thickness to  41.0 nm and increased its characteristic frequency to 11.0 MHz.  


           Figure 1  Examples of the adsorption kinetics of salivary proteins over a period of  340 min, including primary film formation, untreated (left panel) or treated with  toothpaste  slurry  containing  NaF‐NaHMP  (right  panel)  and  secondary  film  formation.  

A and B: Frequencies and dissipation changes,  C and D: Changes in hydrated thickness,  E and F: Changes in characteristic frequency. 


Salivary film structure 



Figure  2  Thickness of  hydrated, adsorbed salivary  protein  films  on a gold  crystal  (Au)  and  a  hydroxyapatite  coated  crystal  (HAP)  and  on  gold  crystals  with  a  adsorbed salivary protein film after treatment with a toothpaste slurry, as well as  after  secondary  exposure  to  saliva  (top),  and  accompanying  changes  in  characteristic  frequencies  (bottom).  The  error  bars  indicate  the  standard  deviations  over  triplicate  measurements.  Statistically  significant  differences  (p<0.05) of treated and secondary films with respect to the properties of primary  films  are  indicated  by  (*),  while  significant  differences  of  secondary  films  with  respect to treated films are indicated by (#).  


Treatment  of  primary  adsorbed  films  with  toothpaste  slurries  on  Au  coated  crystals decreased the hydrated film thickness and this decrease was largest after 

0 10 20 30 40 50 60

Thickness (nm)

0 20 40 60 80

Primary film Paste treated film Secondary film Characteristic Frequency (MHz)





* *











Au HAP 0

10 20 30 40 50 60

Thickness (nm)

0 20 40 60 80

Primary film Paste treated film Secondary film Characteristic Frequency (MHz)





* *













NaF‐NaHMP and SnF2‐SLS containing slurries (thicknesses equal to 16.0 ± 3.8 and  21.2 ± 1.8 nm, respectively; Fig. 2). Secondary adsorption restored these hydrated  film  thicknesses  only  partially,  whereas  after  secondary  film  formation  following  treatment with SnF2‐NaHMP, a high secondary film thickness (48.1 ± 1.9 nm; Fig. 

2) exceeding the one of the primary film, was obtained. Treatment with a SnF2‐SLS  containing  toothpaste  slurry  immediately  increased  the  characteristic  film  frequency  to  25.4  ±  7.8  MHz,  but  none  of  the  other  toothpaste  slurries  significantly  altered  the  characteristic  film  frequency.  Secondary  salivary  protein  adsorption  on  primary  films  treated  with  SnF2‐SLS  or  SnF2–NaHMP  containing  slurries yielded a significant increase in the characteristic frequency to 61.6 ± 1.1  and 67.1 ± 0.7 MHz, respectively (Fig. 2).  


Carbon was the main element detected by XPS regardless of substrate material or  treatment. Calcium was detected as the major component of the enamel and HAP  surfaces,  while  nitrogen  was  indicative  of  adsorbed  protein  films  (Table  1).  XPS  analyses  clearly  indicated  incorporation  of  stannous  in  treated  primary  and  secondary  salivary  protein  films,  while  sodium  was  only  retained  immediately  after  treatment,  but  never  found  in  secondary  films.  Variations  in  the  observed %Ca and %N, yielded the dehydrated film thickness which amounted 2.4  nm for untreated primary adsorbed salivary protein films on enamel surfaces and  decreased strongest after exposure to a NaF‐NaHMP containing formulation (0.9  nm). Note, that the dehydrated thicknesses of adsorbed primary salivary protein  films on Au and HAP coated crystals, calculated on the basis of the attenuation of  the Au4f and Ca2p electron counts with respect to N1s electron counts (2.1 and 2.7  nm, respectively), were comparable to the dehydrated film thickness on enamel. 

In  general,  secondary  film  formation  restored  the  dehydrated  thickness  of  the  adsorbed salivary protein film to much of its original values.  


Salivary film structure 



Figure  3  Relation  between  hydrated  (derived  from  QCM‐D  on  gold  crystals)  and  dehydrated  (derived  from  XPS  on  enamel)  thickness  of  salivary  protein  films,  immediately  after  treatment  with  different  toothpaste  slurries  (closed  symbols)  and  after  secondary  film  formation  (open  symbols).  Hydrated  and  dehydrated  thicknesses  of  the  adsorbed  primary  salivary  protein  films  on  gold  (Au)  and  hydroxyapatite (HAP) coated crystals are included for comparison. 




Table 1 Chemical composition and dehydrated thicknesses of untreated, adsorbed salivary protein films (SPF) on bovine  enamel, hydroxyapatite (HAP) and gold (Au) substrates and on bovine enamel after exposure to toothpaste slurries and  secondary salivary protein film formation.


        SPF  on  enamel 

        SPF  on 

HAP          SPF on 



Paste  Treated 


Secondary  Film 


Paste  Treated 




Paste   Treated 


Secondary  Film 

Paste   Treated 


Secondary  Film 




56.6  66.9   66.1      62.3  52.0  60.4 


53.1  59.9  59.3  44.5  60.2 




26.7  22.3  23.9  25.4  28.7  23.7 


28.2  25.1  27.0  34.2  27.2 





















































0.7  0.6  0.4  0.4 




0.6  2.2 

























  Film thickness 














Salivary film structure 


QCM‐D  and  XPS  have  been  used  to  study  influences  of  different  fluoride‐

detergent  combinations  on  the  thickness  (hydrated  and  dehydrated)  and  visco‐

elastic  properties  of  adsorbed  salivary  protein  films.  Both  techniques  show  that  the underlying substrate material, i.e. enamel, HAP or Au, has little influence on  the  thickness  and  visco‐elastic  properties  of  primary  adsorbed  salivary  protein  films,  which  is  supported  by  a  comparative  QCM‐D  study  using  HAP  and  silica  substrates  [26].  Hence,  in  the  remainder  of  this  discussion,  we  will  assume  that  the  substrate  material  does  not  affect  the  conclusions  regarding  thickness  and  visco‐elastic  properties  of  the  adsorbed  salivary  protein  films.  Hydrated  film  thickness  decreased  depending  on  the  fluoride‐detergent  combination  applied,  but secondary film formation on treated films restored the film thickness to much  of  its  original  thickness.  This  restoration  in  film  thickness  was  also  seen  in  dehydrated  conditions,  as  obtained  by  XPS  although  there  was  no  direct  correspondence  between  hydrated  and  dehydrated  film  thicknesses,  as  can  be  seen  in  Figure  3.  Characteristic  frequencies  of  the  films  increased  immediately  after  treatment  with  a  SnF2‐SLS  containing  slurry  from  an  aqueous  formulation  due to an increase in the shear modulus, indicating cross‐linking in the film. When  SnFwas combined with NaHMP as a detergent in a non‐aqueous formulation, no  immediate  increase  in  characteristic  frequency  was  observed.  However,  secondary film formation on primary salivary protein films treated with SnF2 had  consistently  higher  characteristic  frequencies,  regardless  of  whether  applied  in  combination with SLS or NaHMP.  


Dehydrated film thicknesses decreased upon treatment of films, depending on the  toothpaste  slurry  applied  and  were  much  smaller  than  measured  in  a  hydrated  state  as  shown  in  Figure  3.  Difference  between  hydrated  and  dehydrated 


thicknesses  were  also  observed  by  Macakova  et  al.  [17]  using  QCM  and  surface  plasmon resonance, although their thicknesses were much smaller than measured  in the current study, likely because no protease inhibitor was reportedly added to  their saliva, which generally yields breakdown of high molecular weight proteins  at room temperature within 20 min. However, Figure 3 does indicate a pattern of  increasing  thickness  in  hydrated  and  dehydrated  state  of  secondary  salivary  protein film. The lack of a unique relationship between hydrated and dehydrated  thickness suggests structural differences between adsorbed salivary protein films  after  exposure  to  different  chemical  formulations  as  reflected  by  the  observed  differences  in  characteristic  frequencies  as  well.  HMP  from  an  aqueous  formulation  (NaF‐NaHMP  combination)  yielded  the  largest  reduction  in  film  thickness  (both  hydrated  and  dehydrated  ones).  In  a  non‐aqueous  formulation  (SnF2‐NaHMP  combination)  however,  HMP  causes  a  smaller  reduction  in  film  thickness probably because its availability in ionized form is not immediate, as it is  in an aqueous formulation. 


The  immediate  stiffening  of  the  paste  treated  film  after  application  of  SnF2‐SLS  must be attributed to cross‐linking of adsorbed proteins by divalent Sn2+‐cations. 

Monovalent  Na+‐cations  are  not  able  to  cross‐link,  explaining  the  absence  of  stiffening  after  NaF‐detergent  combinations.  The  cross‐linking  by  Sn 2+‐cations  is  confirmed by the stiffening of secondary films formed after treatment with both  SnF2‐SLS  and  SnF2‐NaHMP  combinations,  since  intermediate  buffer  rinsing  will  further  increase  ionization  of  stannous  after  treatment  with  the  non‐aqueous  SnF2‐NaHMP  combination.  Thus  Sn2+‐cations  becoming  slowly  available  may  diffuse from the treated primary film and cross‐link the adsorbed proteins in the  secondary  film  to  increase  its  characteristic  frequency.  XPS  indeed  not  only  indicated stannous in treated primary films but also in secondary films, as shown 


Salivary film structure 


in Table 1. Also detachment of adhering oral bacteria from salivary protein films  induced by exposure to a non‐aqueous SnF2‐NaHMP toothpaste slurry continued  for  much  longer  time  intervals  than  the  actual  slurry  exposure  time  indicating  a  slower  release  [27]  ,  whereas  detachment  stimulated  by  SLS  containing  slurries  was confined to the duration of exposure. This attests to the fact that both SnF2  and NaHMP can be absorbed in salivary protein films, and slowly ionize to exert  their cross‐linking and detergent actions. Cross‐linking of the salivary protein films  will  decrease  their  porosity  and  therewith  their  ion‐permeability  [7],  which  may  reduce enamel demineralization and explain the role of SnF2 in erosion protection,  as observed by Wiegand et al [15].  


In summary, the influence of fluoride‐detergent combination on the thickness and  characteristic frequency of salivary protein films is dependent on the aqueous or  non‐aqueous  paste  formulation.  SnF2  in  a  non‐aqueous  formulation  has  a  prolonged cross‐linking action compared with the immediate cross‐linking action  by SnF2 in an aqueous formulation. Strong detergent effects of NaHMP could only  be observed in the aqueous formulation.  



This  study  was  funded  by  the  UMCG,  Groningen,  The  Netherlands.  Purchase  of  QCM‐D  apparatus  was  made  possible  by  grant  no.  91107008  from  ZonMW,  The  Netherlands. The authors thank Brandon Peterson for helpful discussions. 



The tongue- enamel system, but not the PDMS-PDMS model, showed high mucin-containing saliva (unstimulated and submandibular/sublingual saliva) to give higher Relief than

Correlation between different lubricating properties of saliva substitutes and with the perturbation caused to the SCF; Relief max vs Relief med (a), Relief period vs Relief

Typical FTIR adsorption bands for the S-SCF with patient saliva (PSCF) and healthy saliva (HSCF) treated with K108cys or buffer on a Ge crystal surface during sliding with PDMS

In both systems, the lubricating properties of water, two saliva substitutes (Saliva Orthana and Dentaid Xeros) and several types of saliva (stimulated and unstimulated whole

Relief of either Sjögren’s patients’ saliva and post-irradiation patients’ saliva was similar compared with healthy controls, but saliva from post-irradiation patients

Tevens worden in dit hoofdstuk de karakteristieken van de ontwikkelde tong-glazuur wrijvingsmethode bediscussieerd, evenals de lubricerende eigenschappen van speeksel en

Ik ben ook erg dankbaar voor de hulp van iedereen binnen de afdeling Reumatologie en Klinische immunologie voor het verzamelen en klaarmaken van monsters en voor de uitnodigingen

Other than for strictly personal use, it is not permitted to download or to forward/distribute the text or part of it without the consent of the author(s) and/or copyright