met IC-MS in (oppervlakte)water
Afstudeerverslag Thomas HeesenDatum 2 juni 2014 Versie 3
Colofon
Schrijver Thomas Heesen
E-mail thomash91@gmail.com Docent begeleider Ben de Rooij
E-mail bm.derooij@avans.nl Stagebegeleider René Geerdink
E-mail rene.geerdink@rws.nl
Datum 2 juni 2014
Samenvatting
Paraquat en diquat zijn in de landbouw gebruikte herbiciden voor het bestrijden van onkruid tussen de gewassen. Deze kunnen schadelijk zijn voor het milieu. Om deze reden is het voor Rijkswaterstaat van belang om de concentraties van deze herbici-den te kunnen monitoren in oppervlaktewater. Om de concentraties paraquat en diquat in oppervlaktewater te analyseren wordt een IC-MS methode opgezet. Hierbij wordt gebruik gemaakt van de dubbel positief geladen en polaire eigenschappen van paraquat en diquat. Ook wordt een uitgebreide voorbehandeling uitgesloten door de mogelijkheid om water direct in de IC te injecteren.
Het doel van dit onderzoek is een snelle en eenvoudige methode ontwikkelen voor het analyseren van paraquat en diquat met IC-MS. Hierbij wordt gestreefd naar een gevoeligheid van 0,1 µg/L in oppervlaktewatermonsters. Om dit te bereiken wordt onder andere het solvent effect onderzocht.
Met de huidige ontwikkelde methode is het gelukt om veelvoorkomende kationen van paraquat en diquat in water te scheiden. Hiervoor is een met carboxyl gevulde kolom (IonPac CS18), een flow van 0,3 ml/min 80 mM MSA isocratisch, een scha-kelkraaan en Single Ion Monitoring massaspectrometrie toegepast. Hiermee worden analyse tijden van 8 minuten behaald. Het solvent effect bleek geen positief resul-taat op de gevoeligheid te hebben. Om deze reden wordt het solvent effect niet gebruikt. Met de ontwikkelde methode worden de monovalente ionen van paraquat bij 171.15 m/z en diquat bij 183.15 m/z gedetecteerd. Met standaarden is een LOD van 0,019 µg/L voor paraquat en 0,012 µg/L voor diquat met een hoge herhaal-baarheid behaald. Hierbij is gebleken dat het piekoppervlak een lineair verband heeft met de aanwezige concentratie paraquat en diquat. Met geaddeerde opper-vlaktewatermonsters is kwantificatie met het piekoppervlakte wel herhaalbaar maar niet ideaal. Voornamelijk voor monsters onder de 1,0 µg/L wordt een (gedeutereer-de) interne standaard aangeraden. De tot nu toe ontwikkelde methode is betrouw-baar gebleken met standaarden. Voor praktijkmonsters staat de kwantificatie nog open voor ontwikkeling.
Inhoud
Samenvatting 5
Inleiding 9
1 Theoretische achtergrond 11
1.1 Quatverbindingen en veel voorkomende zouten 11
1.2 Ion Chromatografie (IC) 12
1.3 Massaspectrometrie (MS) 13
1.4 Limit of Detection (LOD) 14
2 Materiaal en methode 17 2.1 Materiaal 17 2.2 Gebruikte oplossingen 17 2.3 Instellingen ionchromatograaf 18 2.4 Instellingen massaspectrometer 18 3 Resultaten en discussie 21 3.1 Resultaten IonPac CS14 21 3.2 IonPac CS18 21 3.3 Optimalisatie massaspectrometer 23 3.4 Solvent effect 25 3.5 Sampleloop 27
3.6 Sampleloop en schakelmoment in een praktijkmonster 29
3.7 Kalibratielijn met standaarden 30
3.8 Limit of Detection (LOD) met standaarden 31
3.9 Herhaalbaarheid met standaarden 31
3.10 Meten praktijkmonsters 32
4 Conclusies 35
5 Aanbevelingen 37
Inleiding
Paraquat en diquat zijn in de landbouw gebruikte herbiciden voor het bestrijden van onkruid tussen de gewassen. Hierdoor wordt competitie tussen het onkruid en de gewassen voor de beschikbare voedingsstoffen, water en licht tegengegaan. Onder invloed van regen migreren deze herbiciden naar het oppervlaktewater waardoor deze verder worden verspreid. Hierdoor is het mogelijk dat deze herbiciden onbe-doelde schade toebrengen aan de planten wat een negatief effect heeft op het mili-eu. Om deze reden is het voor Rijkswaterstaat van belang om de concentraties van deze herbiciden te kunnen monitoren. [1-6]
Om de concentraties paraquat en diquat in oppervlaktewater te analyseren wordt een IC-MS methode opgezet. Hierbij wordt gebruik gemaakt van de dubbel geladen kationen en polaire eigenschappen van paraquat en diquat. Ook wordt een uitge-breide voorbehandeling uitgesloten door de mogelijkheid om water direct in de IC te injecteren.
Het doel van dit onderzoek is een snelle en eenvoudige methode te ontwikkelen voor het analyseren van paraquat en diquat met IC-MS. Hierbij wordt gestreefd naar een gevoeligheid van 0,1 µg/L in oppervlaktewatermonsters. Hiervoor moet pa-raquat en diquat van elkaar en van veel voorkomende zouten worden gescheiden. Ook moeten de massa/ladingsverhouding van zowel het molecuul als de fragmenta-ties met standaarden worden bepaald. Vervolgens worden de massaspectrometer-parameters en de grote van de sampleloop geoptimaliseerd om de detectiegrens te verlagen. Tot slot wordt de LOD en herhaalbaarheid getest van zowel standaarden als oppervlaktewatermonsters om een inzicht te krijgen in de robuustheid van de methode.
1
Theoretische achtergrond
1.1 Quatverbindingen en veel voorkomende zouten
1.1.1 Paraquat en diquat
Zowel paraquat als diquat zijn kationen met 2Br- anionen (diquat) of 2Cl- (paraquat) als tegenion. Beiden stoffen zijn polaire quarternaire amines. De molmassa van paraquat1+ is 185 g/mol, paraquat2+ is 186 g/mol zonder de twee chloor anionen. De molmassa van diquat1+ is 183 g/mol en diquat2+ 184 g/mol zonder de twee broom anionen. De structuren van paraquat (figuur 1) en diquat (figuur 2) zijn hier-onder weergegeven: [7,8]
Figuur 1: Paraquat (C12H14Cl2N2) [7] Figuur 2: Diquat (C12H12Br2N2) [8]
1.1.2 Veel voorkomende zouten
Buiten de quatverbindingen is een groot deel van de aanwezige kationen afkomstig uit veel voorkomende zoutverbindingen in oppervlaktewater. Het gaat hier om NaCl, CaSO4, MgSO4, KClen NaHCO3 welke in oplossing voor Ca2+, Mg2+, Na+ en K+ katio-nen zorgen. Ook is gevraagd om NH4+ enAl3+te meten. De aanwezige concentraties kunnen in meerdere grammen per liter voorkomen en zorgen mogelijk voor interfe-rentie bij het scheiden van de veel lagere concentraties quatverbindingen (µg/L). Om deze reden is het noodzakelijk de veelvoorkomende kationen te scheiden van paraquat en diquat. [9-11]
1.1.3 Analyse van paraquat en diquat in de literatuur
Paraquat en diquat worden doorgaans gemeten met vloeistof chromatografie-massa spectrometrie door onder andere L. Grey [12], V. Y. Tugachi [13] en M. Yoshida [14], C. Hao [15]. Ook worden paraquat en diquat door M. Ibáñez [16,17] geanaly-seerd met vloeistof chromatografie-spectrofotometrie, door O. Núñez [18], met capillaire elektroforese, door F. Yao [19] met fluorescentie probe titratie en door M. A. El Mhammedi [20-22], L. L. C. Garcia [23] en E. El Harmoudi [24] met square wave voltammetrie. Deze technieken zijn vaak complex en/of met een uitgebreide voorbehandeling. Doordat zowel paraquat en diquat polaire kationen zijn in een (oppervlakte)water matrix, is ion chromatografie mogelijk een beter en simpeler alternatief waarbij geen voorbehandeling nodig is.
1.2 Ion Chromatografie (IC)
1.2.1 Principe kation IC
Ion chromatografie is een methode waar scheiding plaatsvindt op basis van ladings-verschil. Voor het analyseren van positieve kationen is het mogelijk om kationwisse-laar ion chromatografie toe te passen. Hier wordt een kolom (stationaire fase, Ion-Pac CS18) gebruikt waar de kationen op kunnen binden aan de carboxyl (-COO-H+) groepen. De kationen worden van de kolom gescheiden met een op zuur gebaseerd eluens (mobiele fase) zoals MSA (methaansulfonzuur, MSA-H+, figuur 3). MSA-H+ zal een H+ concentratie in het eluens verhogen. Wanneer de concentratie van het zuur in het eluens verhoogd wordt zal het zuur de negatieve eigenschappen van het ko-lommateriaal (-COO-H+) tegenwerken. Hierdoor zal het analiet steeds meer affiniteit met MSA-(H+) krijgen. Afhankelijk van de affiniteit van het analiet met de kolom zullen de componenten bij verschillende zuurconcentraties na verloop van tijd van de kolom scheiden. Dit eluens kan variëren in concentratie met een eluens genera-tor waarin de ionsterkte beïnvloedt wordt. Nadat de scheiding heeft plaatsgevonden wordt de mobiele fase met de analieten geneutraliseerd door extractie van MSA uit het eluens. Dit gebeurd in de suppressor met
electrolyse van water in de suppressor. Vervolgens worden de componenten gedetecteerd met een geleidbaarheid detector (CD) en massaspectrometer (MS). Voor een uitgebreid verslag over de ver-schillende componenten van de IC wordt verwezen naar het projectplan (Bijlage A, hoofstuk 1.2). [25-33]
Figuur 3: Structuur MSA. [34]
1.2.2 Geleidbaarheid detector (CD)
Nadat de veelvoorkomende kationen, paraquat en diquat van de kolom gescheiden zijn vindt detectie van de kationen plaats met een geleidbaarheid detector. Het voordeel van het gebruik van een geleidbaarheid detector is dat ionen elektriciteit geleiden. Hierdoor is de detector universeel voor veel ionen. De detector bestaat uit elektroden waar een spanning op gezet wordt. De geleidbaarheid van water uit de mobiele fase wordt gebruikt als elektrolyt. Wanneer de gescheiden kationen door de detector gaan veranderd de geleidbaarheid tussen de elektroden waardoor de span-ning veranderd. Dit is afhankelijk van de concentratie van de kationen en het ver-schil in geleidbaarheid tussen het eluens en de kationen. Door de verandering in spanning (geleidbaarheid) ten opzichte van de tijd te plaatsen is het mogelijk om een chromatogram te genereren.
De geleidbaarheid detector wordt in dit onderzoek voornamelijk toegepast om de scheiding tussen hogere concentraties (hoge µg/L of mg/L) kationen te bepalen en optimaliseren. Voor het meten van quatverbindingen in de lage µg/L en/of praktijk-monsters wordt een massaspectrometer gebruikt.
1.2.3 Schakelkraan
Omdat er bekend is dat er hoge concentraties zouten in oppervlaktewatermonsters aanwezig kunnen zijn wordt er gebruik gemaakt van een schakelkraan/switch. Deze schakelkraan is geplaatst na de CD detector. Met behulp van de schakelkraan kan er op een ingestelde retentietijd een schakeling plaatsvinden. Hierdoor wordt de mo-biele fase met de te meten componenten naar de afvoer gepompt of naar de massa-spectrometer.
1.3 Massaspectrometrie (MS)
Massaspectrometrie is een methode voor het kwantificeren van componenten en de chemische structuur hiervan te bepalen. Eerst worden de ionen uit de IC verneveld en het oplosmiddel verdampt. Vervolgens worden de componenten gescheiden op basis van massa/lading verhouding (m/z). Het door de massaspectrometer (MS) gemeten signaal kan ten opzichte van de tijd in een grafiek worden uitgezet voor het maken van een chromatogram.
1.3.1 Electrospray Ionisation (ESI)
Voor het verdampen van het oplosmiddel en het ioniseren van de componenten wordt Electrospray Ionisation (ESI) toegepast. Hierbij wordt eerst het vloeibare eluens met de te analyseren componenten verwarmd en vervolgens verneveld in een nebuliser met stikstofgas. Deze nebuliser staat onder een hoog voltage waar-door de moleculen in de nebuliser positief geladen worden (bij kation IC toepassing zijn de componenten al positief geladen). Hierdoor hebben alle moleculen in de ne-vel dezelfde lading waardoor ze elkaar afstoten. Door de hoge temperaturen gaat de vloeistof uitzetten maar zonder dat het een gas vormt. De ontstane nevel wordt bij elkaar gehouden door een stikstof gasstroom. Doordat de moleculen een overeen-komende lading hebben stoten deze elkaar af. Door deze afstotende werking wordt de oppervlaktespanning overtroffen (Rayleigh limiet). Hierdoor ontstaat een steeds fijnere nevel (Coulomb fission effect). Dit proces herhaalt zich totdat alle moleculen van elkaar gescheiden zijn. [35-38]
1.3.2 Solvent effect
Om de effectiviteit van de ESI te verhogen wordt het solvent effect toegepast. Door het toevoegen van bijvoorbeeld organische oplosmiddelen zoals methanol of aceto-nitril aan de mobiele fase met de te analyseren componenten kan de gevoeligheid mogelijk verhoogd worden. Doordat organische oplosmiddelen in veel gevallen een hogere vluchtigheid en lagere oppervlaktespanning hebben dan water worden er veel kleinere vloeistof druppels (met hierin de elkaar afstotende positief geladen kationen) gevormd en wordt het Rayleigh limiet (limiet waar de afstotende werking van de positief geladen kationen groter is als de oppervlaktespanning) eerder be-reikt waardoor de ionisatie wordt bevorderd. Deze techniek zou mogelijk voor een hogere gevoeligheid en lagere detectiegrens zorgen. Vervolgens wordt met een ne-gatief geladen cone de ionen naar de RD/dc prefilter geleid. [39,40]
1.3.3 RF/dc prefilter en mass analyzer
De RF/dc prefilter bestaat uit vier vierkante metalen staven waar een wisselspan-ning op staat. Met de RF/dc worden de ionen grof gefilterd op basis van mas-sa/lading verhouding en gefocust. Tevens worden de ionen versneld richting de mass analyzer.
De mass analyzer bestaat uit een quadrupool die uit twee paar tegenover elkaar geplaatste ronde metalen staven bestaat waar wisselend een gelijk- of wisselspan-ning op gezet wordt. Met wisselende spanwisselspan-ning, voltage en frequenties wordt er een electromagnetisch veld gegenereerd. Afhankelijk van de instellingen fluctueren spe-cifieke ionen met de juiste m/z verhouding in een baan door de quadrupool naar de ion detector. Ionen met een andere verhouding fluctueren niet evenredig. Deze bot-sen met de metalen staven. Hier worden ze geneutraliseerd en vervolgens wegge-pompt onder invloed van een vacuüm. De massaspectrometer heeft als optie om een bepaald bereik van massa’s na elkaar te meten. Dit gaat ten koste van de
reso-lutie. Om de resolutie en het signaal te verhogen is het mogelijk om specifieke mas-sa/ladingsverhouding te selecteren voor de te meten ionen. Dit wordt Single Ion Monitoring (SIM) genoemd. Een schematische weergave van de massaspectrometer is weergegeven in figuur 4.
Figuur 4: Schematische weergave van RF/dc prefilter en mass analyzer. [41]
Na de selectie op m/z verhouding vindt detectie plaatst in de ion detector. Deze bestaat uit een conversie dynode en een elektronmultiplier. De conversie dynode zet positief geladen ionen om in negatief geladen ionen en elektronen. Onder invloed van een spanning worden deze naar de elektronmultiplier getrokken. Hier botsen ze met de kathode waardoor er meer elektronen geproduceerd worden. Dit herhaalt zich meerdere malen totdat er voldoende elektronen aanwezig zijn om het span-ningsverschil op de anode te meten. Het versterken van het signaal zorgt ervoor dat er zeer lage concentraties (µg/L) gemeten kunnen worden. De hoeveelheid verschil in spanning bepaald de intensiteit van het signaal. [41]
1.4 Limit of Detection (LOD)
Omdat er gestreefd wordt naar meetbare concentraties van 0,1 µg/L is het mogelijk dat deze signalen moeilijk te onderscheiden zijn van de ruis. Om deze reden wordt een statistische methode gebruikt om te bepalen of de stijging in het signaal daad-werkelijk afkomstig is van de te meten componenten of een stijging van de ruis. Deze grens heet de Limit of Detection (LOD). Deze grens bepaald de minimale te detecteren waarde. De formule voor de LOD gaat als volgt:
Limit of Detection (LOD) = b + 3s b = oppervlakte ruis
Wanneer bepaald is of het signaal een stijging in de ruis of daadwerkelijk een sig-naal voor paraquat of diquat kunnen er verdere onderzoeken volgen voor het kwan-tificeren van paraquat en diquat in het desbetreffende monster. [42]
2
Materiaal en methode
2.1 Materiaal
Tabel 1: Gebruikte apparatuur
Nummer Apparatuur Type Fabrikant
2.1.1 Ion Chromatograaf ICS-5000 Thermo Scientific 2.1.2 Eluens Generator EGC III MSA Thermo Scientific 2.1.3 Cation Trap Column CR-CTC II Thermo Scientific 2.1.4 2.1.5 Kolom Kolom IonPac CS14, 2 mm IonPac CS18, 2 mm Thermo Scientific Thermo Scientific 2.1.6 2.1.7 Suppressor Switch CERS 500 2 mm MXII Thermo Scientific Rheodyne 2.1.8 Massaspectrometer Finnigan Surveyor
MSQ Plus
Thermo Scientific
2.1.9 Maatkolf PFA 100 mL VITLAB
2.1.10 Digitube 50 mL SCP Science
Tabel 2: Gebruikte chemicaliën
Nummer Stofnaam Artikelnummer Fabrikant
2.1.11 Calcium 1000 mg/L voor IC 458202U VWR BDH Prolabo 2.1.12 Magnesium 1000 mg/L voor IC 458212W VWR BDH Prolabo 2.1.13 Natrium 1000 mg/L voor IC 456044Q VWR BDH Prolabo 2.1.14 Kalium 1000 mg/L voor IC 456852R VWR BDH Prolabo 2.1.15 Aluminium 1000 mg/L voor IC 455002C VWR BDH Prolabo 2.1.16 Ammonium 1000 mg/L voor IC 662-0383 WTW
2.1.17 Paraquat dichloride hydraat 0,1 g 20124 Dr. Ehrenstorfer 2.1.18 Diquat dibromide hydraat 0,25 g 30725 Dr. Ehrenstorfer 2.1.19 Ultrapuur water (Milli Q) Advantage A Millipore
2.2 Gebruikte oplossingen
2.2.1 Kationen oplossing
Voor het bereiden van een 250 µg/L Ca2+, K+, Al3+, Na+, Mg2+, Na2+ oplossing wordt er 25 µl uit de 1000 mg/L Ca2+, K+, Al3+, Na+, Mg2+, Na2+ (2.1.11 t/m 2.1.16) op-lossing in een 100 mL maatkolf (2.1.9) gepipetteerd en aangevuld tot 100 mL met ultrapuur water (2.1.19). Vervolgens zijn er verschillende doorverdunningen ge-maakt door steeds 5 mL in een 50 mL digitube (2.1.10) voor een tienvoudige ver-dunningen of 10 mL in een 50 mL Digitube (2.1.10) voor een vijfvoudige verdunning gepipetteerd en vervolgens aangevuld tot 50 mL.
2.2.2 Paraquat en diquat stock
Er is circa 25 mg paraquat (2.1.17) of diquat (2.1.18) afgewongen in een 100 ml maatkolf (2.1.9) en aangevuld tot 100 ml met ultrapuur water (2.1.19).
Daadwerkelijke afgewogen hoeveelheden:
Paraquat: 25,4 mg, werkelijke concentratie: 171,7 mg/L Diquat: 24,9 mg, werkelijke concentratie: 126,5 mg/L
Vervolgens zijn er verschillende doorverdunningen gemaakt door steeds 5 mL in een 50 mL digitube (2.1.10) voor een tienvoudige verdunningen of 10 mL in een 50 mL Digitube (2.1.10) voor een vijfvoudige verdunning gepipetteerd en vervolgens aan-gevuld tot 50 mL met ultrapuur water.
2.2.3 Kationen met paraquat en diquat mix
Voor het bereiden van een kationen met paraquat en diquat mix is 25 µl uit de kati-onen oplossing (2.1.11 t/m 2.1.16) en 5 ml uit de paraquat en diquat oplossingen (2.2.2) in een 50 ml digitube (2.1.10) gepipetteerd en aangevuld tot 50 ml met ultrapuur water.
2.3 Instellingen ionchromatograaf
Tijdens de optimalisatie van de methode zijn verschillende instellingen gebruikt in combinatie met de eerder vermelde apparatuur (2.1.1 t/m 2.1.7). Voor de uiteinde-lijk meest optimaal bevonden methode in combinatie met de IonPac CS18 2 mm kolom (2.1.5) zijn de gebruikte instellingen weergegeven in Bijlage B.
De meest optimaal bevonden instellingen samengevat: Runtime: 8 minuten
Tijd omschakeling switch: 4 minuten Eluens: 80 mM MSA isocratisch Flow: 0,3 ml/min
Kolom: IonPac CS18 2 mm Kolom temperatuur: 30 °C
Detector compartiment temperatuur: 17 °C Suppressor voltage: 71 mA
2.4 Instellingen massaspectrometer
2.4.1 Bepalen m/z verhoudingen
Voordat paraquat en diquat gemeten kon worden is eerst de m/z verhouding met het hoogste signaal bepaald. Dit is gedaan bij een needle voltage van 3.0 kV, cone voltage van 100 V en probe temperatuur van 500 °C. Met een SIM meting bij 170 m/z en een span van 40 m/z (150 m/z t/m 190 m/z). Met een 100 µl loop en een flow van 0,2 ml/min werd handmatig 250 µg/L paraquat of diquat geinjecteerd. Hieruit zijn de volgende m/z verhoudingen geselecteerd voor paraquat 185 m/z (1+) en 171 m/z (fragment 1+). Voor diquat 183 m/z (1+) en 157 m/z (fragment 1+). Vervolgens zijn de MS parameters verder geoptimaliseerd door middel van IC injec-ties.
2.4.2 Optimale instellingen MS
Met IC injecties zijn de volgende instellingen optimaal bevonden:
Ionisation mode: ESI Needle voltage: 2.5 kV Probe temperatuur: 400 °C SIM paraquat: 171.15 m/z SIM diquat: 183.15 m/z
Span paraquat en diquat: 0.30 m/z
Dwell time paraquat en diquat: 0.80 Seconden Cone voltage paraquat en diquat: 90 V
2.4.3 Instellingen switch
Om vervuiling van de MS te verminderen is een switch(schakelkraan) toegepast. Deze is geplaatst na de CD detector en voor de massaspectrometer (stand 1) en afvoer (stand 2). Het schakelmoment is vastgesteld op 4 minuten/circa 1-1.5 mi-nuut voor de retentietijd van paraquat en diquat.
3
Resultaten en discussie
3.1 Resultaten IonPac CS14
Voordat de IonPac CS18 kolom in gebruik is genomen werd het onderzoek opgestart met de IonPac CS14 kolom (carboxyl als functionele groepen). Deze kolom is geko-zen naar aanleiding van de resultaten uit de presentatie van C. Bruggink (Thermo Scientific, Bijlage C). Bij de maximaal te gebruiken MSA concentratie van 100 mM werden beiden componenten zeer slecht tot niet van op kolom gescheiden. Ook was de herhaalbaarheid zeer laag. Vervolgens is geprobeerd om acetonitril of methanol aan het eluens toe te voegen met een koppelstuk en een tweede pomp om de con-dities van C. Bruggink na te bootsen. Dit bleek echter tot geen scheiding van pa-raquat en diquat op de kolom te leiden. In het onderzoek van C. Bruggink werd ook KCL toegevoegd. Dit is ook onderzocht maar leidde tot overlading van het CD sig-naal waardoor de veel voorkomende kationen niet met de geleidbaarheid detector te meten zijn. Omdat de limiet van de eluens generator (max MSA concentratie is 100 mM) al was bereikt en verschillende combinaties van MSA met organische oplosmid-delen geen verbetering was is de stationaire fase (kolom) aangepast.
3.2 IonPac CS18
Omdat verwacht werd dat scheiding met een op carboxyl gebasseerde kolom moge-lijk was, werd naar een alternatieve maar toch vergemoge-lijkbare kolom gezocht. Ook was het van belang dat de kolom gevoeliger was voor MSA waardoor lagere concen-traties MSA nodig waren om componenten van de kolom te scheiden. Uiteindelijk leek de IonPac CS18 kolom een mogelijk alternatief. Met deze kolom werd door Thermo Fisher (bijlage D) paraquat van de kolom met alleen MSA gescheiden. Bo-vendien werden veel voorkomende kationen, vergeleken met de IonPac CS14, bij lagere concentraties gescheiden. Hieruit werd geconcludeerd dat paraquat en moge-lijk ook diquat met alleen MSA gescheiden kon worden op de IonPac CS18. Ook leek er minder MSA nodig te zijn om dezelfde resultaten te behalen. Na de installatie van de IonPac CS18 is inderdaad gebleken dat veel voorkomende kationen bij lagere concentraties MSA al op de kolom werden gescheiden. Ook werd paraquat en diquat bij lagere MSA concentraties (~ 70 mM) ten opzichte van de IonPac CS14 geschei-den.
3.2.1 Optimalisatie flow en eluens
Voor het analyseren van oppervlaktewatermonsters is het van belang dat de veel-voorkomende kationen gescheiden zijn van paraquat en diquat. Uit eerder uitge-voerde testmetingen is gebleken ook bij de IonPac CS18 vrij hoge MSA concentra-ties nodig zijn om paraquat en diquat en lage concentraconcentra-ties voor veelvoorkomende kationen te scheiden. Om de optimale combinatie van flow en MSA concentratie te bepalen is een 250 µg/L kationen met 169 µg/L paraquat en 127 µg/L diquat mix oplossing gemaakt en gemeten bij verschillende eluensconcentraties (70 mM, 80 mM en 90 mM MSA isocratisch) en flow (0,2 ml/min en 0,3 ml/min) gemeten. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur
5,6 en 7.
Figuur 5: Signaal geleidbaarheid detector. X-as in µS en Y-as is tr in minuten..
In figuur 5 zijn twee sets signalen te zien. Deze signalen zijn afkomstig van de veel voorkomende kationen bij elkaar. De signalen bij een retentietijd van 2 minuten zijn behaald met een flow van 0,3 ml/min. De signalen bij een retentietijd van 3 minu-ten zijn behaald met een flow van 0,2 ml/min. Uit deze resultaminu-ten blijkt dat bij een MSA concentratie van minimaal 70 mM of hoger de veel voorkomende kationen vlak na de dode tijd gedetecteerd worden. Dit is de meest ideale situatie omdat de veel-voorkomende kationen niet van elkaar maar wel zo ver mogelijk van paraquat en diquat gescheiden moeten zijn.
Na de veelvoorkomende kationen is de retentietijd van paraquat en diquat bepaald. In figuur 6 is het signaal bij 157 m/z (diquat) en in figuur 7 is het signaal bij 171 m/z (paraquat) te zien.
Figuur 6: Signaal diquat bij 157 m/z. X-as in µS en Y-as is tr in minuten. Piek 1 (zwart): 90
mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 2 (oranje): 80 mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 3 (lichtgroen): 70 mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 4 (roze): 90 mM MSA, flow 0,2 ml/min. Piek 5 (bruin): 80 mM MSA, 0,2 ml/min. Piek 6 (lichtblauw): 70 mM MSA, flow 0,2 ml/min.
Figuur 7: Signaal paraquat bij 171 m/z.X-as in µS en Y-as is tr in minuten. Piek 1 (zwart): 90
mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 2 (oranje): 80 mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 3 (lichtgroen): 70 mM MSA, flow 0,3 ml/min. Piek 4 (roze): 90 mM MSA, flow 0,2 ml/min. Piek 5 (bruin): 80 mM MSA, 0,2 ml/min. Piek 6 (lichtblauw): 70 mM MSA, flow 0,2 ml/min.
In figuur 6 en 7 zijn vergelijkbare resultaten voor paraquat en diquat te zien. Een hogere flow en MSA concentratie zorgt voor een lagere retentietijd en een smallere piek. Met uitzondering van het signaal bij 90 mM met een flow van 0,3 ml/min. Hier
lijkt het signaal minder intens met een hogere tailing in vergelijking met 80 mM. Dit is niet het geval bij een flow van 0,2 ml/min. Mogelijk is dit het resultaat van de tot nu toe nog onbekende spreiding op de metingen.Uitgaande van deze resultaten lijkt een eluens van 80 mM MSA isocratisch met een flow van 0,3 ml/min het meest ide-aal voor een zo hoog en smal mogelijk signide-aal in een zo kort mogelijke analysetijd. Bij deze instellingen zijn paraquat en diquat circa 2.5 minuten gescheiden van de veelvoorkomende kationen.
3.3 Optimalisatie massaspectrometer
Met behulp van handmatige injecties (paragraaf 2.4.1) is een grove optimalisatie van de massaspectrometer uitgevoerd. Deze optimalisatie is vrij onnauwkeurig doordat de gemiddelde signaalintensiteit handmatig is beoordeeld. Met dit experi-ment is voornamelijk de m/z waarde voor paraquat en diquat bepaald. Paraquat en diquat zijn voornamelijk te zien als monovalente ionen als parent ion bij 183.15 m/z voor diquat en 185.15 m/z voor paraquat. Ook zijn twee monovalente dochterionen duidelijk aanwezig bij 157.15 m/z voor diquat (- NH2) en 171.15 m/z voor paraquat (- CH3). Dit komt overeen met de massa's bepaald door H. El Aribi [43] en W. M. A. Niessen [44]. In dit onderzoek wordt de m/z verhouding met het hoogste signaal voor paraquat en diquat met zekerheid vastgesteld.
Om detectiegrens te verlagen is het noodzakelijk om de massaspectrometer te op-timaliseren met een betrouwbare herhaalbare methode (IC-MS). Dit door een 250 µg/L veelvoorkomende kationen met paraquat (169 µg/L) en diquat (127 µg/L) mix te meten met IC-MS. Hiervoor wordt een flow van 0,3 ml/min, 90 mM MSA isocra-tisch en een needle voltage van 3,0 kV en een 25 µl sample loop gebruikt. Hierbij zijn cone voltages van 15 V tot en met 150 V met intervallen van 15 V geanalyseerd met een probe temperatuur van 500 °C. De probe temperatuur is geoptimaliseerd met een cone voltage van 95 V. De needle voltage wordt na elke meting handmatig opnieuw ingesteld. De hiervoor gebruikte cone voltage en probe temperatuur zijn hetzelfde als de in dit onderzoek bepaalde optimale resultaten. De resultaten van de cone voltage optimalisatie is te zien infiguur 8, de optimalisatie van de probe tem-peratuur in figuur 9 en de needle voltage in figuur 10.
Optimalisatie cone voltage
0 10000 20000 30000 40000 50000 60000 70000 80000 15 30 45 60 75 90 105 110 115 120 135 150 Cone (V) Co unt s 157 m/z 171 m/z 183 m/z 186 m/z
Figuur 8: Optimalisatie cone voltage.
In figuur 8 is te zien dat het signaal voor paraquat bij elke cone voltage hoger is bij de 171 m/z fragmentatie dan bij 186 m/z. Dit betekend dat paraquat in de IC of ESI
fragmenteert. Voor diquat wordt het hoogste signaal gemeten bij 183 m/z. Er vindt wel fragmentatie van diquat plaats maar vergeleken met het 157 m/z fragment blijft 183 m/z het sterkste signaal. Voor beiden componenten is een conevoltage van 90 V optimaal. Dit komt ten goede van de gevoeligheid met name bij componenten met overlappende retentietijden. Hierdoor hoeft de MS niet te schakelen tussen twee cone voltages.
Naast de cone voltage is ook de probe temperatuur geoptimaliseerd. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur 9.
Optimalisatie probe temperatuur
0 20000 40000 60000 80000 100000 120000 140000 350 400 450 500 550 600 650 Probe temperatuur (°C) C o unt s 157 m/z 171 m/z 183 m/z 186 m/z
Figuur 9: Optimalisatie probe temperatuur.
In figuur 9 is te zien dat net als bij de cone voltage optimalisatie het hoogste signaal wordt verkregen bij 171 m/z voor paraquat en 183 m/z voor diquat bij elke instel-ling. Opvallend is dat bij beiden massa’s het signaal daalt na 400 °C en vervolgens stijgt na 550 °C. Dit is voornamelijk het geval bij 171 m/z. Voor 171 m/z wordt het hoogste signaal bij een probe temperatuur van 650 °C gemeten. Bij deze tempera-tuur is het signaal bij 183 m/z bijna het laagst van alle instellingen. Omdat beide componenten sterk overeenkomende retentietijden hebben is er geen tijd voor de probe om van temperatuur te veranderen en te stabiliseren. Om deze reden wordt er gekeken naar een compensatietemperatuur waarbij het hoogst mogelijke signaal bij 171 m/z en 183 m/z bij dezelfde probe temperatuur wordt verkregen. Hieruit blijkt dat de probe temperatuur van 400 °C het meest ideaal is. Bij deze tempera-tuur is het signaal van 183 m/z het hoogst. Wel wordt een deel van het 171 m/z signaal mogelijk lager maar niet significant. Hier tegenover staat dat het 183 m/z bijna wordt verdubbeld in vergelijking met wanneer er een probe temperatuur van 650 °C wordt toegepast wat de meest ideale temperatuur voor 171 m/z is. Nadat de probe temperatuur en de cone voltage de needle voltage met de IC geop-timaliseerd. Hiervoor werd een flow van 0,3 ml/min, 80 mM MSA isocratisch, sample loop van 25 µl, een cone voltage van 90 V en een probe temperatuur van 400 °C gebruikt. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur 10.
Optim alisatie needle voltage 0 50000 100000 150000 200000 250000 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 Needle voltage (kV) C ount s 171 m/z 183 m/z
Figuur 10: Optimalisatie needle voltage.
In figuur 10 is te zien dat de optimale needle voltage voor 171 m/z en 183 m/z 2,5 kV is. Dit resultaat komt dicht in de buurt van de handmatige injecties waar het optimum bij 3,0 kV zou liggen. De overeenkomende optimale needle voltage komt ten goede van de gevoeligheid omdat de MS niet tijdens de meting kan wisselen van needle voltage. Ook hoeft er om deze reden geen compensatie tussen twee needle voltages worden gemaakt.
3.4 Solvent effect
Na het verlagen van de detectiegrens met de MS optimalisatie wordt de detectie-grens verder verlaagd met het solvent effect. Door de toevoeging van een organisch oplosmiddel aan het eluens na de kolom vindt ionisatie van paraquat en diquat mo-gelijk beter plaats wat resulteert in een verhoogd signaal. Uit een eerder uitgevoerd experiment met handmatige injecties in de massaspectrometer bleek dit een effecti-ve methode. Hierbij is gebleken dat acetonitril het signaal tot circa 10 keer effecti-versterkt Deze handmatige injecties werden uitgevoerd door mengsels van 40% paraquat (1,69 mg/L) of diquat (1,27 mg/L) met 60% acetonitril, methanol of isopropylalco-hol te bereiden en met een 100 µl loop en een flow van 0,2 ml/min te injecteren en met elkaar te vergelijken. Uitgaande van de eerder behaalde resultaten wordt het solvent effect toegepast met de toevoeging van acetonitril. Met behulp van de IC en een tweede pomp worden deze in verschillende verhoudingen toegevoegd met vari-erende flow's van 0,1 ml/min tot 0,6 ml/min en een flow van 0,3 ml/min uit de ko-lom. Het solvent effect is onderzocht bij monsters met een concentratie van pa-raquat 3,38 µg/L, diquat 2,54 µg/L met kationen mix en papa-raquat 0,68 µg/L, diquat 0,51 µg/L met kationen mix oplossingen. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur 11 en 12.
Solvent effect paraquat 3,38 µg/L en diquat 2,54 µg/L 0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 m l/m in ACN Co u n ts Area 171 m/z Piekhoogte 171 m/z Area 183 m/z Piekhoogte 183 m/z Figuur 11: Solvent effect paraquat 3,38 µg/L en diquat 2,54 µg/L met kationen mix oplossing,
IC flow 0,3 ml/min. Gemiddelde duplo’s.
In figuur 11 is te zien dat bij de toevoeging van 0,3 ml/min acetonitril bij een flow van 0,3 ml/min uit de kolom de piekhoogte het meest verhoogd is voor diquat (183 m/z). Opvallend is dat er geen stijging in het signaal wordt waargenomen bij pa-raquat (171 m/z). Uitgaande van deze resultaten heeft de toepassing van het sol-venteffect een negatieve invloed op het signaal van paraquat. Ook valt op dat het signaal helemaal wegvalt bij de toevoeging vanaf 0,4 ml/min acetonitril of hoger. Dit is te verklaren doordat hoe meer acetonitril wordt toegevoegd hoe verder de concentratie van paraquat en diquat wordt verdund en hierdoor onder de detectie-grens valt. Omdat concentraties van paraquat 3,38 µg/L en diquat 2,54 µg/L hoger zijn als de verwachte concentratie van paraquat en diquat in oppervlaktewater wordt hetzelfde experiment herhaald met concentraties van 0,68 µg/L, diquat 0,51 µg/L. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur 12.
Solvent effect paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L
0 500 1000 1500 2000 2500 3000 3500 4000 4500 5000 0,0 0,1 ,02 0,3 0,4 0,5 0,6 m l/m in ACN C oun ts Area 171 m/z Piekhoogte 171 m/z Area 183 m/z Piekhoogte 183 m/z
Figuur 12: Solvent effect paraquat 0,68 µg/L, diquat 0,51 µg/L met kationen mix oplossing, IC flow 0,3 ml/min. Gemiddelde duplo’s.
In figuur 12 is te zien dat bij een flow van 0,2 ml/min acetonitril het signaal wordt verhoogd bij zowel diquat als paraquat. Opvallend is dat het signaal ongeveer wordt
verdubbeld voor diquat en het effect voor paraquat veel minder is. Verwacht wordt dat het diquat ion beter dan het fragment van paraquat met ESI te ioniseren en vernevelen is. Ook is het mogelijk dat de fragmentatie voor spreiding zorgt. Boven-dien lijkt het solvent effect met acetonitril een veel zwakker effect te hebben dan eerst werd verwacht. Met eerder uitgevoerde handmatige injecties werd het signaal van diquat 10 maal verhoogd. Dit is vele malen hoger dan de resultaten behaald in dit experiment. Mogelijk is de hoge flow de oorzaak. Bij de handmatige injectie was de totale flow door de ESI 0,2 ml/min. Wanneer er een flow van 0,3 ml/min met 0,2 ml/min acetonitril wordt toegepast is de totale flow 0,5 ml/min door de ESI. Doordat de componenten die door de ESI gaan maar op een klein gebied verwarmd worden is het mogelijk dat door de hogere flow de vloeistof niet de tijd heeft om de vooraf geoptimaliseerde temperatuur halen. Dit kan een negatief effect hebben op de ge-voeligheid. Om deze reden is een experiment gedaan waarbij de flows verlaagd zijn (IC: 0,15 ml/min, ACN 0,15 ml/min) en vergeleken met dezelfde meting met de dubbele hoeveelheid flow voor beiden pompen. Hieruit bleek dat dit alleen voor piekverbreding en een langere retentietijd zorgt. Dus heeft een lagere totale flow geen positieve invloed heeft op de gevoeligheid in combinatie met het solvent ef-fect.
Ook werd de meest optimaal bevonden flow (0,3 ml/min) met 0,2 ml.min acetonitril toevoeging vergeleken met hetzelfde monster waar geen toevoeging van acetonitril is toegepast. Hieruit bleek dat het signaal voor paraquat (171 m/z) met 56% werd verlaagd en voor diquat (183 m/z) met 12% werd verhoogd. Dit betekend dat de mate van verhoging van het signaal van paraquat niet groter is dan de verdunnings-factor die ontstaat door de toevoeging van acetonitril. Voor diquat is dit wel het geval en wordt het signaal versterkt met 12%. De oorzaak van deze verschillende resultaten is niet bekend. Verwacht wordt dat het mogelijk te maken heeft met de veel hogere concentraties (50 en 250 keer hoger) die gebruikt werden bij de hand-matige injecties en de veel lagere bij de IC-MS metingen. Ook zou het te maken kunnen hebben met de oplosbaarheid van paraquat en diquat. Volgens R.B. Cole [37] kan de oplosbaarheid van de componenten in de toegevoegde vloeistof een limiterende rol spelen bij het solvent effect. Hierdoor is het mogelijk dat paraquat en diquat minder oplossen in de acetonitril en beter in het water. Wanneer dit gebeurd zal de verdunning hoger zijn dan de daadwerkelijke signaal verhoging. Bovendien zou het te maken kunnen hebben met het feit dat voor diquat het enkel geladen ion gemeten wordt en voor paraquat een fragmentatie. Om deze reden is voor beiden componenten het dubbel geladen ion gemeten bij 92 m/z (diquat) en 93 m/z (pa-raquat) gemeten. Verwacht werd dat het solvent effect bij deze componenten moge-lijk een groter positief effect had. Echter bleek dat het signaal van de dubbel gela-den ionen veel lager is dan van de enkel gelagela-den ionen en er geen positief effect van het solventeffect aanwezig is. Ook werd bij de handmatige injectie een veel hogere temperatuur (655 °C) gebruikt. Gesuggereerd wordt dat bij variërende flows door de ESI met verschillende concentraties acetonitril mogelijk steeds andere op-timale MS instellingen nodig zijn. Wegens de planning en de voortgang van dit on-derzoek is dit niet uitgevoerd. Vanwege de sterke daling in het signaal van paraquat en maar lichte verhoging van diquat wordt het solvent effect niet toegepast.
3.5 Sampleloop
In alle voorgaande experimenten werd er een sampleloop van 25 µl toegepast. Mo-gelijk kan de detectiegrens worden verlaagd door een sampleloop van 100 µl of 250 µl toe te passen. Bij een grotere sampleloop wordt de kwantitatieve hoeveelheid vergroot. De sampleloop is onderzocht met een 25 µg/L veelvoorkomende kationen,
paraquat (16,9 µg/L) en diquat (12,7 µg/L) mix. In figuur 13 is het signaal van de veel voorkomende kationen te zien.
Figuur 13: CD signaal van de veel voorkomende kationen bij verschillende sampleloops. Het roze signaal hoort bij de 25 µl loop, het zwarte signaal bij de 100 µl loop en het lichtgroe-ne/bruine signaal bij de 250 µg/L loop.
In figuur 13 is te zien dat de retentietijd steeds groter wordt naarmate de sample-loop wordt vergroot. Dit is te verklaren door het grotere volume dat geïnjecteerd wordt. De flow door het systeem (0,3 ml/min) bepaald hoelang de injectie duurt. Hoe hoger het injectievolume hoe langer de injectietijd bij dezelfde flow. Ook vindt signaal verhoging en verbreding van de veelvoorkomende kationen en de waterdip plaatst bij het vergroten van de sampleloop. Dit is te verklaren door de grotere kwantitatieve hoeveelheid kationen in water dat wordt geïnjecteerd door het vergro-ten van de sample loop. Door de hoge MSA concentratie (80 mM) ondervinden de veelvoorkomende kationen vrijwel geen retentie. Hierdoor blijft de piek relatief smal en worden de kationen vlak na de dode tijd gedetecteerd. Het smalle signaal dat hierdoor ontstaat, is positief voor de scheiding die nodig is tussen de veel voorko-mende kationen, paraquat en diquat. Hierdoor heeft de massaspectrometer langer de tijd om te stabiliseren wanneer de omschakeling tussen de afvoer en de massa-spectrometer wordt gemaakt. In figuur 14 is de scheiding van paraquat bij verschil-lende sampleloops te zien.
Figuur 14: Chromatogram van paraquat bij verschillende sampleloops. Het roze signaal is afkomstig van de 25 µl loop, het zwarte signaal van de 100 µl loop en het lichtgroene en brui-ne signaal van de 250 µl loop.
In figuur 14 is te zien dat paraquat circa 2.5 minuut na de veelvoorkomende katio-nen (figuur 13) wordt gedetecteerd. Dit is ruim voldoende om te kunkatio-nen schakelen tussen de afvoer en massaspectrometer en voor de stabilisatie. Ook is net als bij de veel voorkomende kationen een verhoging van het signaal, piekverbreding en ver-hoging van de retentietijden te zien. Net als bij de kationen blijft het signaal relatief smal door de hoge flow en MSA concentratie. Vergelijkbare resultaten zijn ook be-haald bij diquat. Uitgaande van deze resultaten lijkt de 250 µl loop de meest ideale sampleloop voor deze methode. Door het grote volume van de 250 µl sampleloop wordt er een grotere kwantitatieve hoeveelheid paraquat en diquat geïnjecteerd
waardoor het signaal hoger is zonder dat de concentratie in het monster wordt ver-hoogd en zonder preconcentratiestappen. Hierdoor is het mogelijk om lagere con-centraties te meten zonder voorbehandeling.
3.6 Sampleloop en schakelmoment in een praktijkmonster
Door de hogere concentraties (mg/L) veelvoorkomende zouten en de bijbehorende piekverbreding is het mogelijk dat de 250 µl sampleloop niet geschikt is voor het meten van praktijkmonsters. Dit is onderzocht met een 1 µg/L kationen mix met 0,68 µg/L paraquat en 0,51 µg/L diquat geaddeerd praktijkmonster.
Met de 25 µl en 100 µl sampleloops werden geen sterke piekverbredingen aange-troffen. Vervolgens werd de 250 µg/L sample loop toegepast. De resultaten van dit onderzoek met de 250 µl sampleloop zijn te zien in figuur 15.
Figuur 15: CD signaal praktijkmonster (EIJSDPTN).
In figuur 15 is het geleidbaarheid detector signaal te zien van het geaddeerd prak-tijkmonster. Het signaal is sterk verhoogd in vergelijking met het CD signaal te zien in figuur 5maar in tegenstelling tot de verwachtingen nog steeds vrij smal. De veel voorkomende zouten komen net als bij de standaarden bij vrij hoge MSA concentra-ties snel van de kolom vlak na de dode tijd. Het signaal is binnen een halve minuut weer gezakt tot de basislijn. Door dit intense maar zeer kort signaal blijft de tijd tussen de veel voorkomende zouten en paraquat en diquat zo lang mogelijk en vormen deze zouten zo min mogelijk problemen. Dit is zeer positief voor de beno-digde tijd voor het schakelen tussen de afvoer en de MS.
De veel voorkomende zouten zijn ook in een praktijkmonster vlak na de dode tijd en dus circa 2.5 minuut voor de retentietijd van paraquat en diquat van de kolom af. Dit betekent dat het schakelmoment waar de mobiele fase vanuit de CD detector naar de afvoer of de massaspectrometer kan worden bepaald. Aan de hand van de tijd tussen de retentietijd van de veel voorkomende zouden en de retentietijd van paraquat en diquat werd een schakelmoment gekozen.
Het schakelmoment is getest op 4 minuten. Wanneer er een schakeling wordt ge-maakt worden de veelvoorkomende zouten eerst naar de afvoer en vervolgens na 4 minuten wordt de mobiele fase met paraquat en diquat naar de massaspectrometer geleidt. Vanaf 4 minuten heeft de massaspectrometer circa 1-1.5 minuut de tijd om te stabiliseren. Dit is ruim voor de paraquat en diquat signalen (zie ook figuur 18). Door de schakeling tussen afvoer of de massaspectrometer blijven matrixeffecten door de veelvoorkomende zouten minimaal. Ook wordt vervuiling van de massa-spectrometer vermeden waardoor de respons langer optimaal blijft. Ook wordt het onderhoud aan de massaspectrometer gereduceerd. Hieruit blijkt dat het gebruik van een 250 µl sampleloop in combinatie met de schakelkraan mogelijk voor een zeer lage detectiegrens kan zorgen in zowel standaarden en praktijkmonsters
zon-der interferenties uit de zoutmatrix. Buiten het schakelmoment en de stabilisatie van het MS signaal is ook de 0,68 µg/L paraquat en 0,51 µg/L diquat duidelijk te onderscheiden van de ruis (voorbeeld figuur 18). Dit is een goede indicatie over wat de detectielimieten zijn betreft de tot nu toe ontwikkelde methode. Om hier een beter inzicht in te krijgen is een kalibratielijn opgesteld.
3.7 Kalibratielijn met standaarden
Om een indicatie voor de LOD en de lineairiteit van de methode te bepalen is een kalibratielijn opgesteld met standaarden met aflopende concentraties. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in figuur 16 en 17.
Kalibratielijn paraquat en diquat
y (171 m/z) = 6406.7x - 3380.4 R2 = 0.9927 y (183 m/z) = 11506x - 2882 R2 = 0.9976 0 50000 100000 150000 200000 250000 300000 0 5 10 15 20 concentratie µg/L A re a ( C o unt s ) 171 m/z 183 m/z
Figuur 16: Kalibratielijn 250 µl loop, paraquat 0,03 µg/L t/m 15,18 µg/L paraquat en 0,025 µg/L t/m 12,7 µg/L diquat.
In figuur 16 is te zien dat lineairiteit van de methode van zeer lage t/m zeer hoge concentraties voor zowel paraquat als diquat erg hoog is. Voor paraquat is een R² van 0,9927 bepaald en voor diquat een R² van 0,9976. Wanneer de hoogst gemeten concentratie buiten wegen gelaten wordt ontstaat de kalibratielijn te zien in figuur 18.
Kalibratielijn paraquat en diquat
y (171 m/z) = 3561.8x - 15.379 R2 = 1 y (183 m/z) = 8601.9x + 553.3 R2 = 0.9993 0 10000 20000 30000 40000 50000 0 1 2 3 4 concentratie µg/L A rea ( C o u n ts) 171 m/z 183 m/z
Figuur 17: Kalibratielijn 250 µl loop, 0,03 µg/L t/m 3 µg/L paraquat en 0,025 µg/L t/m 2,54 µg/L diquat.
In figuur 17 is te zien dat lineairiteit van de methode ook bij zeer lage concentraties voor zowel paraquat als diquat erg hoog is. Voor paraquat is een R² van 1 (4 deci-malen afgerond) aangetroffen en voor diquat een R² van 0,9993. Dit betekent dat
er een lineair verband tussen het piekoppervlakte en de concentratie van paraquat en diquat is. Dit betekent dat het mogelijk is om met een kalibratielijn concentratie-bepalingen uit te voeren. Uit de opgestelde kalibratielijn is gebleken dat concentra-ties tot paraquat: 0,034 µg/L paraquat en 0,025 µg/L diquat nog steeds te meten zijn in standaarden. Dit ligt onder de doelconcentratie van 0,1 µg/L.
3.8 Limit of Detection (LOD) met standaarden
De LOD is bepaald door 8 standaarden met een paraquat 0,07 µg/L en diquat 0,05 µg/L te meten. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in tabel 3.
Tabel 3: Resultaten LOD bij paraquat 0,07 µg/L en diquat 0,05 µg/L standaarden.
m/z: Gemiddelde area: STDEV: RSD (%): Area ruis:
171 375 28 7.4 20
183 381 24 6.4 20
In tabel 3 is de gemiddelde area van de paraquat 0,07 µg/L en diquat 0,05 µg/L standaard te zien met hun bijbehorende spreidingen. Ook is het ruis signaal van circa 20 counts vermeld. Uit deze resultaten blijkt dat er een zeer lage ruis is en vrij weinig spreiding bij de doelconcentratie. Dit is zeer gunstig voor de betrouwbaar-heid. Aan de hand van deze gegevens wordt de LOD uitgerekend met behulp van de area. De formule voor LOD = b(ruis) + 3×s(standaarddeviatie). Uit deze formule blijkt dat de LOD voor paraquat 0,019 µg/L en voor diquat 0,012 µg/L is. Dit is een zeer positief resultaat. Het doel van de ontwikkeling van deze methode is het kun-nen aantokun-nen van concentraties van 0,1 µg/L paraquat en diquat monsters. Doordat de LOD vele malen lager is als deze doelconcentratie kunnen concentraties van 0,1 µg/L met een hogere betrouwbaarheid worden bepaald.
3.9 Herhaalbaarheid met standaarden
Naast het halen van een lage detectiegrens is het ook zeer belangrijk om onderzoek te doen naar de herhaalbaarheid van de methode. Een hoge herhaalbaarheid met een lage spreiding is essentieel voor een goede methode. Met paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L standaarden word de herhaalbaarheid in 7 metingen vastge-steld. Er wordt gestreefd naar een spreiding van minder dan 5.0% tussen elk mon-ster. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in tabel 4.
Tabel 4: Herhaalbaarheid van 171 m/z en 183 m/z.
m/z: Gemiddelde area: RSD(%):
171 4286 5.8 183 5665 2.5
In tabel 4 is te zien dat de spreiding voor paraquat (171 m/z) 5.8% is. Dit is iets hoger dan de 5.0% waar naar gestreefd wordt, maar nog steeds acceptabel. De spreiding voor diquat (183 m/z) is 2.5% en dus wel onder de 5%. Uit deze resulta-ten blijkt dat de herhaalbaarheid van deze methode hoog is wat resulta-ten goede komt voor de betrouwbaarheid van deze methode. De reden dat de spreiding bij paraquat hoger is dan bij diquat heeft mogelijk als oorzaak dat er een fragment gemeten wordt in plaats van het hele ion net als bij diquat. De fragmentatie lijkt minder re-produceerbaar en zorgt voor meer spreiding.
3.10 Meten praktijkmonsters
Er zijn 8 praktijkmonsters van verschillende locaties door heel Nederland geanaly-seerd. Hierbij is elk monster onbewerkt, met een paraquat 0,068 µg/L en diquat 0,051 µg/L additie en een paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L additie gemeten. Ook is voor elke meting van de praktijkmonsters een duplo meting van een pa-raquat 0,068 µg/L en diquat 0,051 µg/L en een papa-raquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L standaard gedaan om de recovery te bepalen in de praktijkmonsters. Deze meetserie is 3 maal achter elkaar uitgevoerd om ook de herhaalbaarheid in de prak-tijkmonsters vast te stellen. Ook om mogelijke degradatie van de monsters en stan-daarden wanneer deze in de ongekoelde autosampler staan waar te nemen. In fi-guur 18 is een voorbeeld weergegeven van een chromatogram (MS signaal) met paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L geaddeerd praktijkmonster.
Figuur 18: MS signaal paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L geaddeerd praktijkmonster (NEDWT). Het roze signaal is diquat 183 m/z. Het zwarte signaal is paraquat 171 m/z.
Zoals te zien in figuur 18 stijgt het signaal na het schakelmoment op 4 minuten. De verhoging van de ruis is afkomstig uit de mobiele fase. Op circa 5.7 minuten is het diquat signaal en op 6 minuten is het paraquat te zien. Ondanks de overlappende signalen vindt er scheiding plaats op basis van m/z verhouding. Hierdoor kan er net als bij de standaarden een bepalingen gedaan worden aan de hand van het piekop-pervlakte (area). Voor elk monster werden vergelijkbare chromatogrammen gevon-den.
Met praktijkmonsters is ook onderzoek naar de recovery gedaan. Hiervoor zijn pa-raquat 0,068 µg/L en diquat 0,051 µg/L en papa-raquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L standaarden in de meetserie opgenomen. Door de piekoppervlakte (area) met el-kaar te vergelijken is een concentratie bepaling uitgevoerd. Aan de hand van deze concentraties zijn de recovery’s bepaald. Doordat er in de standaarden ook schom-melingen in het signaal en dus hoge standaarddeviaties gemeten werd, wordt voor de bepaling van de recovery alleen de eerste serie (van de drie) metingen gebruikt. De resultaten van de standaarden in dit onderzoek zijn te zien in tabel 5.
Tabel 5: Gemiddelde area met RSD(%) voor eerste serie duplo’s standaarden.
Type standaard
Gemiddelde area:
RSD(%):
0,068 µg/L 171 m/z 439
7.3
0,68 µg/L 171 m/z
5382
1.8
0,051 µg/L 183 m/z 366
22.2
0,51 µg/L 183 m/z
5621
4.3
In tabel 5 is te zien dat de spreiding bij de paraquat 0,068 µg/L en diquat 0,051 µg/L standaarden duidelijk hoger is dan bij paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L µg/L standaarden. Verwacht wordt dat dit tevens veroorzaakt wordt door degrada-tie, vervuiling van de MS en het hierdoor verslechteren van signaal/ruis verhoudin-gen. De spreiding op de paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L standaarden is in de eerste meetserie acceptabel gebleven. Vanwege de hoge relatieve standaard deviaties op paraquat 0,068 µg/L en diquat 0,051 µg/L praktijkmonsters en
stan-daarden wordt er alleen een recovery bepaling gedaan met de eerste meetserie met paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L standaarden en paraquat 0,68 µg/L en di-quat 0,51 µg/L geaddeerde praktijkmonsters. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in tabel 6.
Tabel 6: Recovery bij paraquat 0,68 µg/L en diquat 0,51 µg/L µg/L geaddeerde praktijkmon-sters.
Monster Area
171
m/z
Recovery(%)
171 m/z
Area 183
m/z
Recovery(%)
183 m/z
2014003189 10310
192
1592
28
2014002967 10643
198
1629
29
2014003716 10919
203
1645
29
2014002966 11066
206
1749
31
2014002825 10060
187
1577
28
2014003573 10297
191
1754
31
2014003719 10089
187
1586
28
2014002969 11057
205
1529
27
In tabel 6 is te zien dat de recovery voor paraquat circa 200% en voor diquat circa 30% is. Wat opvalt aan deze resultaten is dat er een amplificatie van het paraquat signaal en een onderdrukking van het diquat signaal wordt aangetroffen in opper-vlaktewater in vergelijking met ultrapuur water. In een herhaling van het experi-ment zijn overeenkomende resultaten gevonden. Uitgaande van deze resultaten is gebleken dat een recovery bepaling/concentratievergelijking met geaddeerde stan-daarden in ultrapuur water geen succesvolle methode is. Dit is verschillend in verge-lijking met andere oppervlaktewater analyses met IC die Rijkswaterstaat uitvoert. Wanneer er geaddeerde oppervlaktewatermonsters als standaard wordt toegepast zullen er resultaten van circa 100% recovery worden verwacht. Hierbij zullen alle matrix effecten ook van toepassing zijn in de standaarden. Mogelijk zou een gedeu-tereerde interne standaard ook een oplossing kunnen zijn.
Naast de recovery is ook de herhaalbaarheid onderzocht met praktijkmonsters. Dit door de relatieve standaarddeviatie van elk monster in triplo te bepalen. Vervolgens is het gemiddelde van deze relatieve standaarddeviaties uitgerekend. De resultaten van dit onderzoek zijn te zien in tabel 7.
Tabel 7: Gemiddelde RSD in triplo (herhaalbaarheid in praktijkmonsters).
Type monster: Gemiddelde RSD(%) 171 m/z: Gemiddelde RSD(%) 183 m/z: Ongeaddeerd 54.9 54.4 0,068 µg/L paraquat 0,051 µg/L diquat additie 13.4 30.5 0,68 µg/L paraquat 0,51 µg/L diquat additie 5.2 6.2
In tabel 7 is te zien dat er een zeer hoog gemiddelde RSD wordt waargenomen bij de ongeaddeerde monsters. Dit is te verklaren door de afwezigheid van duidelijke paraquat en diquat signalen. Bij de 0,068 µg/L paraquat 0,051 µg/L diquat gead-deerde monsters werd voor paraquat een redelijk acceptabel en voor diquat een relatief hoge spreiding terug gevonden. De 0,68 µg/L paraquat 0,51 µg/L diquat geaddeerde monsters hebben een vrij lage relatieve standaarddeviatie. Deze zijn rond de 5% en dus acceptabel. Door de vrij lage spreiding kan uit de 0,68 µg/L pa-raquat 0,51 µg/L diquat geaddeerde monsters vrij betrouwbare bepalingen gedaan
worden. Monsters met zeer lage concentraties paraquat en diquat hebben een vrij grote onderlinge spreiding. Dit is vermoedelijk veroorzaakt door degradatie in de monstervail van paraquat en diquat. Ook is de ruis hoger in de praktijkmonsters dan bij standaarden. Mogelijk wordt dit veroorzaakt door vervuiling van de massaspec-trometer door de vele opvolgende metingen. Dit heeft een negatief effect op de minimale signaal/ruis verhoudingen welke nodig zijn voor de minimale detectie (LOD). Dit betekent dat de herhaalbaarheid steeds lager wordt naarmate de concen-tratie in het monster lager wordt en de meetserie langer wordt zonder tussendoor schoonmaken van de massaspectrometer.
4
Conclusies
Er is een methode ontwikkeld voor het analyseren van paraquat en diquat in water. Met behulp van de IonPac CS18, een 80 mM MSA isocratisch eluens en een flow van 0,3 ml/min worden alle veel voorkomende kationen vlak na het dode volume van de kolom gescheiden. Dit is duidelijk te zien met de geleidbaarheid detector. Deze zou-ten ondervinden bij deze omstandigheden vrijwel geen rezou-tentie en zijn ruim ge-scheiden van paraquat en diquat. Hierdoor wordt de matrixinterferentie van de zou-ten zoveel mogelijk gereduceerd. Na 4 minuzou-ten wordt de omschakeling naar de MS ingezet en heeft de MS voldoende tijd om te stabiliseren. Vervolgens wordt diquat1+ bij 183.15 m/z en een fragmentatie van paraquat1+ bij 171.15 m/z gedetecteerd. Dit gebeurd bij een cone voltage van 95 V, probe temperatuur van 400 °C en een needle voltage van 2.5 kV. De retentietijd voor diquat is 5.7 minuten en paraquat 6 minuten. Dit resulteert tot een zeer snelle analysetijd van 8 minuten.
Om het signaal te versterken is er onderzoek gedaan naar het solvent effect. Met handmatige vooraf gemengde mengsels is gebleken dat acetonitril het grootste ef-fect heeft tot een signaal versterking van 10 maal. Echter is gebleken dat mengen met een tweede (acetonitril) pomp het solvent effect minder efficiënt is. Bij de meest ideale omstandigheden werd het paraquat signaal met 56% verlaagd en het diquat signaal met 12% versterkt. Aan de hand van deze resultaten is besloten het geautomatiseerde solvent effect voorlopig niet meer toe te passen.
Met een kalibratielijn is gebleken dat er een liniear verband tussen het piekopper-vlakte en de concentratie in standaarden van 0,03 µg/L t/m 15 µg/L voor paraquat en 0,025 µg/L t/m 12,7 µg/L voor diquat is. De herhaalbaarheid in standaarden van 0,68 µg/L paraquat 0,51 µg/L diquat is zeer acceptabel met een RSD van 5.8% voor diquat en 2.5% voor paraquat. Met een 250 µL sampleloop is de LOD in standaar-den voor paraquat 0,019 µg/L en diquat 0,012 µg/L. Hierbij is het doel om een me-thode op te stellen voor het scheiden en analyseren van paraquat en diquat bij con-centraties van 0,1 µg/L in standaarden behaald.
Vervolgens zijn praktijkmonsters gemeten. Hierbij bleek dat de gebruikte methode voor standaarden ook toe te passen is bij praktijkmonsters. De herhaalbaarheid en kwantificatie van paraquat en diquat in 0,68 µg/L paraquat 0,51 µg/L diquat gead-deerde praktijkmonsters is hoog met een RSD van 6.2%. De herhaalbaarheid bij 0,068 µg/L paraquat 0,051 µg/L diquat geaddeerde praktijkmonsters is lager geble-ken met een RSD van 30,5%. Met 0,68 µg/L paraquat 0,51 µg/L diquat geaddeerde praktijkmonsters werden recovery's van circa 200% voor paraquat en 30% voor diquat behaald. Deze recovery’s zijn niet ideaal maar wel zeer herhaalbaar. Mogelijk is dit te verklaren door de toepassing van standaarden in ultrapuur water. Wanneer een interne standaard of een geaddeerd praktijkmonster als standaard wordt ge-bruikt wordt een recovery van circa 100% verwacht. Wel wordt amplificatie van het paraquat signaal en onderdrukking van het diquat signaal in praktijkmonsters aan-getroffen. Aan de hand van deze resultaten kan geconcludeerd worden dat de me-thode voor het meten van 0,1 µg/L paraquat of diquat in oppervlaktewater nog niet voldoende is en dus open staat voor verdere ontwikkeling.
5
Aanbevelingen
Aan de hand van de behaalde resultaten van dit onderzoek zijn voor in het vervolg de volgende aanbevelingen naar voren gekomen:
- Toepassen van een multiquadrupool massaspectrometer voor het tegelijk analyse-ren van zowel paanalyse-rent als dochterionen en de mogelijk wisselende verhoudingen tus-sen beiden. Mogelijk kan de spreiding verlaagd worden wanneer alleen het parent ion gemeten wordt. Dit door de massaspectrometer zo te optimaliseren dat er geen tot weinig fragmentaties in mogelijk wisselende verhoudingen ontstaan. Ook zou een nieuwe massaspectrometer mogelijk de gevoeligheid en robuustheid kunnen verbeteren omdat de huidige massaspectrometer sterk is versleten, verouderd en de optimalisatie opties beperkt zijn.
- Heronderzoeken solvent effect. Mogelijk wordt de flow uit de IC niet goed met de flow uit de tweede pomp gemengd. Ook zou de oplosbaarheid van paraquat en di-quat in de toegepaste organische oplosmiddelen moeten worden onderzocht. De oplosbaarheid is een essentieel onderdeel om het solvent effect effectief te laten werken. Ook is er nog geen inzicht over de ontstane spreiding door de aankoppeling van een tweede pomp. Bovendien is het mogelijk dat bij verschillende samenstellin-gen van flow uit de IC en solvent effect er verschillende optimale massaspectrome-terinstellingen nodig zijn. Ook dit zou nog onderzocht kunnen worden
- Toevoegen van gedeutereerde paraquat en diquat interne standaarden in prak-tijkmonsters. Dit zou mogelijk een oplossing zijn voor het corrigeren van de degra-datie van paraquat en diquat in de monstervials in de autosampler. Ook worden mogelijk wisselende matrixinterferenties op de kwantificatie van paraquat en diquat in verschillende praktijkmonsters op deze manier gecorrigeerd. Hiervoor zou ook een geaddeerd praktijkmonster als standaard gebruikt kunnen worden. Hiermee is een herhaalbare en robuuste kwantificatie eventueel mogelijk.
- Doorverdunning maken waar daadwerkelijk de aangegeven hoeveelheid paraquat of diquat in aanwezig is. Hierdoor hoeven de concentraties niet gecorrigeerd te wor-den met 50,8% voor diquat en 67,6% voor paraquat. Hierdoor zijn de resultaten onderling makkelijker te vergelijken en zijn de aanwezige concentraties duidelijker. Ook worden mogelijke concentratie en/of verdunnings fouten vermeden.
6
Literatuur
[1] World Health Organization . Paraquat and Diquat. International Programme on Chemical Safety, Environmental Health Criteria (1984), 39
http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc39.htm
[2] J. M. Way. Some Ecological Effects of the Use of Paraquat for the Control of Weeds in Small Lakes. Journal of Applied Ecology (1971), 8: 509-532
[3] Dionex (Thermo Scientific). Sensitive On-Line SPE-HPLC Determination of Paraquat and Diquat in Drinking and Environmental Waters. Application Note (2011), 274: 1-9
[4] N. Cullum. Rapid Screening Method for the Analysis of Paraquat and Diquat by LC/MSD Using Selective Ion Monitoring and Large Volume Injection. Agilent Tech-nologies: Environmental (2002): 1-6
[5] H. E. Aribi. Fast and Sensitive Analysis of Paraquat and Diquat in Drinking Wa-ter. AB SCIEX (2010), 1281110-01: 1-4
[6] R. D. Whitehead. Method for measurement of the quaternary amine compounds paraquat and diquat in human urine using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Journal of Chromatography B (2010), 878: 2548-2553 [7] Paraquat
http://www.chemspider.com/Chemical-Structure.15146.html?rid=a084b595-4bc2-4fb5-b814-bbda9b209e7b
Geraadpleegd op 7-2-2014
[9] HP Technical Assistance Hydrology Project. Major Ions in Water. Training module # WQ – 28 (1991), 28: 7-8
[10] J. Kalff. Limnology. Prentice Hall (2002), 1: Chapter 13-14
[11] S. R. Grattan. Irrigation Water Salinity and Crop Production. University of Cali-fornia: Agriculture and Natural Resources, Publication 8066 (2002), 8066: 1 [12] L. Grey. Liquid chromatography–electrospray ionization isotope dilution mass spectrometry analysis of paraquat and diquat using conventional and multilayer solid-phase extraction cartridges. Journal of Chromatography A (2002), 958: 23-33 [13] V. Y. Taguchi. Determination of diquat and paraquat in water by liquid chroma-tography-(electrospray ionization) mass spectrometry. Journal of the American So-ciety for Mass Spectrometry (1998), 9: 830-839
[14] M. Yoshida. Determination of paraquat and diquat by liquid chromatography-thermospray mass spectrometry. Journal of Chromatography A (1993), 628: 235-239
[15] C. Hao. Optimized liquid chromatography tandem mass spectrometry approach for the determination of diquat and paraquat herbicides. Journal of Chromatography A (2013), 1304: 169-176
[16] M. Ibáñez. On-line liquid chromatographic trace enrichment and
high-performance liquid chromatographic determination of diquat, paraquat and difenzo-quat in water. Journal of Chromatography A (1996), 728: 325-331
[17] M. Ibáñez. Influence of organic matter and surfactants on solid-phase extrac-tion of diquat, paraquat and difenzoquat from waters. Journal of Chromatography A (1996), 727: 245-252
[18] O. Núñez. Sample stacking with matrix removal for the determination of paraquat, diquat and difenzoquat in water by capillary electrophoresis. Journal of Chromatography A (2001), 912: 353-361
[19] F. Yao. Determination of paraquat in water samples using a sensitive fluores-cent probe titration method. Journal of Environmental Sciences (2013), 25: 1245-1251
[20] M. A. El Mhammedi. Square wave voltammetry for analytical determination of paraquat at carbon paste electrode modified with fluoroapatite. Food Chemistry (2008), 110: 1001-1006
[21] M. A. El Mhammedi. Electrochemical studies and square wave voltammetry of paraquat at natural phosphate modified carbon paste electrode. Journal of Hazard-ous Materials (2007), 145: 1-7
[22] M. A. El Mhammedi. Investigation of square wave voltammetric detection of diquat at carbon paste electrode impregnated with Ca10(PO4)6F2: Application in natural water samples. Materials Chemistry and Physics (2008), 109: 519-525 [23] L. L. C. Garcia. Square-wave voltammetric determination of paraquat using a glassy carbon electrode modified with multiwalled carbon nanotubes within a di-hexadecylhydrogenphosphate (DHP) film. Sensors and Actuators B: Chemical (2013), 181: 306-311
[24] E. El Harmoudi. Square wave voltammetric determination of diquat using natu-ral phosphate modified platinum electrode. Arabian Journal of Chemistry (2012). (Geen volledige publicatie)
[25] J. Weiss. Handbook of Ion Chromatography. Wiley (2004), 3: 27-28
[26] G. E. Healthcare. Ion Exchange Chromatography & Chromatofocusing: Princi-ples and Methods. General Electric Company (2010): 11-13
[27] Thermo Scientific. Eluent Generator Cartridges Product Manual. 065018-04 (2012): 10-11
[28] http://www.dionex.com/en-us/products/accessories/reagent-free-ic-accessories/rfic-eg/lp-73695.html
[30] Thermo Scientific. Continuously Regenerated Trap (CR-TC 500, Capillary) Col-umn Product manual. 079684-01 (2002): 7
[31] Dionex CS14
http://www.dionex.com/en-us/products/columns/ic-rfic/cation-packed/ionpac-cs14/lp-73225.html
Geraadpleegd op 12-2-2014
[32] Thermo Scientific. Dionex IonPac CS14 Columns Product Manual. 034848-10 (2012): 5
[33] Thermo Scientific Dionex ERS 500 Suppressor Product Manual. 031956-08 (2013): 13
[34] Structuur MSA
http://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/structure9/036/mfcd00007518.eps/_jcr_content/renditions/large.png [35] C. S. Ho. Eletrospray Ionisation Mass Spectrometry: Principles and Clinical Ap-plications. Clinical Biochemist Reviews (2003), 24: 3-12
[36] P. Kebarle. Electrospray: From ions in solution to ions in the gas phase, what we know now. Mass Spectrometry Reviews (2009), 28: 898-917
[37] Thermo Electron Corporation. Finnigan Surveyor MSQ Plus Hardware Manual. 60111-97033 (2004), A: 12-13
[38] Magnet Lab. Electrospray Ionisation
http://www.magnet.fsu.edu/education/tutorials/tools/ionization_esi.html Geraadpleegd op 14-2-2014
[39] R. B. Cole. Solvent effect on analyte charge state, signal intensity, and stability in negatieve ion electrospray mass spectrometry; implications for the mechanism of negatieve ion formation. Journal of the American Society for Mass Sepctrometry (1993), 4: 546-556
[40] S. v.d. Schuur. Solvent Effect in Ionchromatografie-massaspectrometrie, De detectiegrens verlagen met simplex methode. Rijkswaterstaat (2012), Definitief: 8 [41] Thermo Electron Corporation. Finnigan Surveyor MSQ Plus Hardware Manual. 60111-97033 (2004), A: 15-20
[42] Chromeleon 6.80 Help Index: LOD
[43]H. El Aribi. Fast and Sensitive Analysis of Paraquat and Diquat in Drinking Wa-ter. AB SCIEX 1281110-01 (2010): 1-4
[44]W. M. A. Niessen. Liquid Chromatography: Mass Spectrometry. Chromatic Sci-ence Series (1991), 79: 378.
Bijlage A
Projectplan v2
Bijlage B
Instellingen IC
Sampler.AcquireExclusiveAccess Sampler_DiverterValve.Position_1 Flush Volume = 500 Wait FlushState Column_TC.AcquireExclusiveAccess Compartment_TC.AcquireExclusiveAccess Pump_MS.Pressure.LowerLimit = 0 [psi] Pump_MS.Pressure.UpperLimit = 3000 [psi] Pump_MS.MaximumFlowRamp = 0.50 [ml/min²] Pump_MS.%A.Equate = "ACN" Pump_1.Pressure.LowerLimit = 200 [psi] Pump_1.Pressure.UpperLimit = 3000 [psi] Pump_1.MaximumFlowRamp = 6.00 [ml/min²] Pump_1.%A.Equate = "H2O" CR_TC = On NeedleHeight = 4 [mm] CutSegmentVolume = 10 [µl] SyringeSpeed = 4 CycleTime = 0 [min] WaitForTemperature = False Data_Collection_Rate = 2.0 [Hz] Temperature_Compensation = 1.7 [%/°C] CellHeater.Mode = On CellHeater.TemperatureSet = 35.00 [°C] Range = 6 Smoothing = None Column_TC.Mode = On Column_TC.TemperatureSet = 30.00 [°C] Compartment_TC.Mode = On Compartment_TC.TemperatureSet = 17.00 [°C] Suppressor1.Type = CSRS_2mm CurrentSet = 71 [mA] Pump_1.Flow = 0.300 [ml/min] Pump_1.Curve = 5 Wait Column_TC.TemperatureState Wait Compartment_TC.TemperatureState ; Suppressor1.H2SO4 = 0.0 ; Suppressor1.MSA = 80.0 ; Suppressor1.Other eluent = 0.0 ; Suppressor1.Recommended Current = 71 Wait SampleReady Concentration = 80.00 [mM] Pump_MS.Flow = 0.000 [ml/min] Valve.Position = 20.000 CDet1.Autozero Wait Ready Load Wait CycleTimeState Inject Wait InjectState CD_1_Total.AcqOn ;MS Data Acquisition On Pump_Relay_1.Closed Duration=2.00 Sampler.ReleaseExclusiveAccess 4.000 Valve.Position = 1 8.000 CD_1_Total.AcqOff ;MS Data Acquisition Off Valve.Position = 2
Compartment_TC.ReleaseExclusiveAccess Column_TC.ReleaseExclusiveAccess End
