• No results found

University of Groningen A Tale of Two Cell Factories Neef, Jolanda

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2021

Share "University of Groningen A Tale of Two Cell Factories Neef, Jolanda"

Copied!
11
0
0

Bezig met laden.... (Bekijk nu de volledige tekst)

Hele tekst

(1)

A Tale of Two Cell Factories

Neef, Jolanda

DOI:

10.33612/diss.99279788

IMPORTANT NOTE: You are advised to consult the publisher's version (publisher's PDF) if you wish to cite from it. Please check the document version below.

Document Version

Publisher's PDF, also known as Version of record

Publication date: 2019

Link to publication in University of Groningen/UMCG research database

Citation for published version (APA):

Neef, J. (2019). A Tale of Two Cell Factories: Heterologous protein secretion in Bacillus subtilis and Lactococcus lactis. University of Groningen. https://doi.org/10.33612/diss.99279788

Copyright

Other than for strictly personal use, it is not permitted to download or to forward/distribute the text or part of it without the consent of the author(s) and/or copyright holder(s), unless the work is under an open content license (like Creative Commons).

Take-down policy

If you believe that this document breaches copyright please contact us providing details, and we will remove access to the work immediately and investigate your claim.

Downloaded from the University of Groningen/UMCG research database (Pure): http://www.rug.nl/research/portal. For technical reasons the number of authors shown on this cover page is limited to 10 maximum.

(2)

       

Chapter 8 

 

 

General summary and discussion 

 

 

 

 

 

(3)
(4)

General summary and discussion 

General summary and discussion 

For bacteria to survive in their natural habitat it is essential to transport a variety of proteins, including  enzymes, from the cytoplasm to the cell envelope and the extracellular environment. These exported  proteins  facilitate  the  uptake  of  nutrients  and  serve  to  maintain  structural  features  of  the  cell  (Richardson et al. 2015; Yuan et al. 2010). The phenomenon of protein export is used in a wide range  of commercial, pharmaceutical and biotechnological applications (e.g. the textile, brewing and food  industries), where biologically active enzymes are overproduced, secreted and subsequently purified  for specific applications. To increase the production yield, the protein secretion process in bacterial  cell  factories  can  be  optimized  by  genetic  engineering.  Together  with  improved  production  yields,  optimization  of  the  protein  secretion  pathway  may  provide  the  possibility  to  create  adapted  or  modified  enzymes  and  to  generate  a  more  sustainable  production  pipeline.  One  bacterium  used  intensely  in  biotechnological  processes  is  the  Gram‐positive  bacterium  Bacillus  subtilis.  This  ‘cell  factory’ is capable of secreting bulk amounts of protein (over 25 g/l) into the fermentation broth (Van  Dijl  and  Hecker  2013),  which  greatly  simplifies  their  downstream  processing.  Due  to  the  well‐ developed secretion system of B. subtilis, this bacterium has become popular for the bulk production  of  proteins,  as  exemplified  by  proteases  that  are  applied  in  detergents,  amylases  used  in  the  food  industry, or xylanases with applications in paper production (Van Dijl and Hecker 2013; Harwood and  Cranenburgh 2007).  

Although B. subtilis is very capable of secreting high amounts of protein into the extracellular milieu,  the fact that it produces an extensive number of proteolytic enzymes that are cell envelope‐associated  or  secreted  is  also  a  disadvantage,  since  this  may  lead  to  product  degradation  (Harwood  and  Cranenburgh 2007; Pohl et al. 2013). To overcome product degradation, B. subtilis strains have been  engineered that lack most of these proteases (Westers et al. 2006; Pohl et al. 2013). Unfortunately, it  appears that such protease‐deficient strains show increased sensitivity to cell lysis, which is probably  the main reason why they are not intensely used as industrial cell factories (Krishnappa et al. 2013).  Although B. subtilis is successfully applied in the production of bulk amounts of functional enzymes  from closely related species, the production of more delicate heterologous proteins (e.g. antigens for  immuno‐therapies) can be difficult due to proteolytic activity. This opens a niche for another bacterial  cell  factory,  namely  Lactococcus  lactis,  a  food‐grade  bacterium  that  is  mainly  used  in  the  in  the  production of cheese, dairy products and probiotics. Since L. lactis only possesses two extracellular  proteases, which can also be eliminated from the cell, the proteins produced by L. lactis are apparently  less  subject  to  proteolysis  (Steen  et  al.  2005).  However,  the  use  of  L.  lactis  as  a  cell  factory  in  the  biotechnological industry setting is currently restricted by low production yields (mg/l range) (Neef et  al. 2014). Considering the potential benefits, this calls for optimization of the protein secretion process 

(5)

in L. lactis. For example, this thesis reports on the beneficial effects of removing the autolysin AcmA  and the extracellular protease HtrA on strain stability and extracellular protein production. Also, a suite  of effective expression vectors was developed for the production of extracellular proteins, allowing  the construction of stable fusion proteins with different exchangeable tags for protein detection and  purification.   The PhD research described in this thesis was aimed at the optimization of protein production by L.  lactis and B. subtilis. To be able to engineer strains with enhanced capacity for protein production it is  important to obtain as much knowledge as possible about the respective production platforms as they  are used today. This was the main objective for the literature and bioinformatics analyses described in  Chapter 1, which reports on an in‐depth comparative analysis of the protein secretion pathways and  the secretory proteins of B. subtilis and L. lactis. Much emphasis was placed on the properties of signal  peptides that direct protein export and the signals that may retain proteins at particular subcellular  locations, taking advantage of the previously published genome data. Different properties of the signal  peptides and their mature cargo were compared, from which it was concluded that secreted proteins  of L. lactis contain significantly longer signal peptides than secreted proteins of B. subtilis. Of note, for  secretory protein production in B. subtilis, a wide variety of different signal peptides has been applied  in  industry,  whereas  for  secretory  protein  production  in  L.  lactis  the  preferred  signal  peptide  is  obtained from the major secreted protein Usp45.  

To  explore  the  possibilities  for  protein  production  in  L.  lactis,  the  strain  PA1001  was  applied  in  combination with a suite of improved expression vectors (Chapter 2, 3 and 4). The optimized L. lactis  strain  P1001  lacks  genes  encoding  the  major  HtrA  protease  and  the  autolysin  AcmA,  and  it  was  successfully  used  for  production  of  twelve  different  surface‐exposed  and  secreted  antigens  from 

Staphylococcus  aureus  (Chapter  2  and  3).  These  antigens  were  selected  as  potential  targets  for 

vaccination  studies  and/or  to  monitor  adaptive  human  immune  responses  against  S.  aureus.  In  particular, Chapter 2 describes both intra‐ and extracellular production of proteins in L. lactis PA1001  in comparison to the more widely used NZ9000 strain. In particular, a cell surface‐binding tag consisting  of  three  LysM  cell  wall‐binding  domains,  an  AVI‐tag  for  site‐directed  biotin  labeling,  and  a  hexa‐ histidine‐tag  (His6)  for  purification  of  the  produced  protein  by  metal  affinity  chromatography  were 

fused to the tested S. aureus antigens. Using the secretion signal of Usp45, it was possible to direct the  proteins to the translocation machinery, resulting in efficient secretion and subsequent purification  from the growth medium. The pipeline for extracellular protein production was further optimized by  introducing second‐ and third‐generation vectors as described in Chapters 3 and 4. The latter vectors  include an additional Strep‐II tag  for high‐affinity binding of secreted proteins using the Strep‐Tactin  technology  (Schmidt  and  Skerra  2007)  and  an  AVI‐tag  at  flexible  positions  for  protein  labeling.  The  combined  vectors  enable  the  production  of  proteins  with  N‐  or  C‐terminal  His6‐tags,  where  the  C‐

(6)

General summary and discussion  terminal His6‐tag can be removed using the tobacco etch virus (TEV) protease. Notably, it turned out  that the nature and the relative position of tags can have a major impact on the production‐rates and  stability of heterologously expressed proteins in L. lactis.   An interesting observation was that L. lactis allowed production of the naturally phosphorylated IsdB  protein of S. aureus. The IsdB secreted from L. lactis was also phosphorylated, although at a different  position  (Tyr311  instead  of  Tyr440  or  Tyr444  (Basell  et  al.  2014)).  The  reason  for  this  difference  is  presently not clear, but it could be due to differences in the preparation of protein samples used for  mass spectrometry analyses, since Basell et al. used a gel‐free proteomics approach, whereas the IsdB  produced in L. lactis was extracted from an LDS‐PAGE gel. Another possible reason for the differential  phosphorylation could be that the IsdB protein produced in L. lactis was provided with the Usp45 signal  peptide and contained a TEV protease cleavable His6‐tag. Lastly, it is also conceivable that the kinase  responsible for the phosphorylation of IsdB in S. aureus may have a specificity that differs from the  specificity of the respective kinase in L. lactis. Although there are some factors that might influence  the  site  of  phosphorylation,  this  study  described  for  the  first  time  that  L.  lactis  is  capable  of  phosphorylating a heterologous exported protein.  

To illustrate the application potential of the Strep‐II tag implemented in the vector set presented in 

Chapter 4, the S. aureus LysM protein provided with this tag was successfully used in enzyme‐linked 

immunosorbent assays (ELISAs) with human sera. This concept was expanded in the studies described  in  Chapter  5,  where  ten  non‐covalently  cell  wall‐bound  His6‐tagged  S.  aureus  proteins  were 

extracellularly produced in L. lactis and, subsequently, used to profile human antibody responses. Of  note, the heterologous production of these proteins in L. lactis did not interfere with their ability to  bind the S. aureus cell wall as was shown by their incubation with S. aureus cells. Subsequently, the  purified proteins were used to profile antibody levels in plasma samples of patients suffering from the  genetic  blistering  disease  Epidermolysis  bullosa  (EB)  and  healthy  volunteers.  The  plasma  from  EB  patients showed significantly higher antibody levels against the non‐covalently bound proteins of S. 

aureus than those of the healthy volunteers, suggesting that the EB patients were more exposed to 

these antigens. This is consistent with the fact that the respective EB patients are heavily exposed to 

S. aureus due to chronic colonization by oftentimes multiple types of S. aureus (van der Kooi‐Pol et al. 

2012; van der Kooi‐Pol et al. 2013; van der Kooi‐Pol et al. 2014).    

While  Chapters  2  to  4  of  this  thesis  mainly  focus  on  the  optimization  of  protein  production  by  improving  host‐vector  systems  in  L.  lactis,  the  following  Chapters  6  and  7  address  possible  improvements of the general secretion (Sec) pathway of B. subtilis.  

Chapter 6 focuses attention on the intramembrane protease RasP as a major secretion bottleneck in 

B. subtilis. In particular, RasP was shown to set limits to the efficient extracellular production of two 

(7)

these proteins in the wild‐type background was low, which is at least partly due to reduced cell growth  and/or  viability  at  late  stages  of  the  fermentation  process.  When  RasP  was  overexpressed  in  the  respective production strains, these negative effects were overcome. As a result, the secretion of the  AmyAc  type  amylase  was  enhanced  up  to  10‐fold.  These  findings  represent  the  first  evidence  that  overexpression  of  a  protease,  which  is  active  within  the  plane  of  the  cytoplasmic  membrane  of  a  bacterial cell factory can improve protein production, likely by cleaning the cytoplasmic membrane  from signal peptide remnants. Another reason for this finding could be the possible intramembrane  degradation  of  mal‐folded  or  mis‐located  secretory  precursors  or  membrane  proteins,  which  may  interfere with essential membrane processes (Wadenpohl and Bramkamp 2010). Lastly, since RasP is  involved in the induction of σv and σw‐dependent genes, potentially altered expression of these genes 

upon  RasP  overexpression  may  contribute  to  the  improved  production  of  Properase  and  AmyAc  (Zweers et al. 2012; Hastie et al. 2013; Heinrich et al. 2009).  Although it remains to be shown how  exactly RasP plays a role in protein translocation, it is clear from the results presented in Chapter 6  that overproduction of RasP can be exploited to boost protein production and secretion in Bacillus.  This might also be true for other intra‐membrane proteases, which would open up a new chapter in  the ‘tale of cell factory engineering’.   Lastly, in the studies for Chapter 7, the possible roles of non‐essential Sec pathway components and  cell envelope‐associated proteases in high‐level enzyme secretion in B. subtilis were investigated. To  this end, the respective genes were deleted and the secretion potential of the resulting mutant strains  was  investigated.  From  the  results,  it  was  concluded  that,  in  addition  to  RasP,  also  the  translocase  components  SecDF  and  SecG  are  critical  for  high‐level  production  of  secreted  enzymes  like  AmyE,  AmyL  and  BPN’.  Since  SecDF  and  SecG  are  part  of  the  translocation  channel,  the  effects  of  their  deletion are likely to relate to defects in the translocation process. In the case of BPN’, also the general  chaperone DnaK was found to be important for optimal secretion, but here it is presently not clear  whether this represents a direct or an indirect effect of the DnaK‐deficiency. For the first time, the  effects of secretion machinery mutations or the absence of various cell envelope‐associated proteases  on the CssRS‐dependent protein secretion stress response were measured, making use of the HtrA and  HtrB  proteins  as  markers  for  this  type  of  stress.  Unexpectedly,  mutation  of  sipV  had  the  strongest  effect  on  the  cellular  levels  of  HtrA  and  HtrB,  especially  in  the  non‐producing  strains.  The  main  advantage  of  the  applied  Western  blotting  approach  is  that  the  immunodetection  with  antibodies  against HtrA and HtrB directly monitors the cellular levels of these quality control proteases. However,  the  disadvantage  is  that  HtrA  and  HtrB  need  to  be  exported  themselves,  making  them  sensitive  to  differential translocation efficiencies in mutant strains with secretion machinery defects. While this  complicates the interpretation of the obtained results to some extent, assessment of the HtrA and  HtrB protein levels does show that defects in the secretion machinery do not elicit a massive CssRS‐

(8)

General summary and discussion 

dependent  secretion  stress  response.  To  what  extent  other  stress  responses  are  elicited  by  the  investigated mutations remains to be investigated.  

In  conclusion,  the  results  described  in  this  PhD  thesis  provide  new  clues  for  optimizing  protein  production in L. lactis and B. subtilis. First of all, the use of an L. lactis strain that is reduced in autolysis  and extracellular proteolysis, together with a versatile vector suite simplifies the production of tagged  proteins that are vulnerable to degradation. This opens up possibilities for the exploitation of L. lactis  in the production of antigens for vaccination against important pathogens, such as S. aureus. Also, the  knowledge  gained  from  the  previous  and  present  studies  on  the  roles  of  non‐essential  secretion  machinery  components  in  B.  subtilis  for  extracellular  protein  production  can  be  translated  for  enhanced  protein  production  in  L.  lactis.  In  this  respect,  it  is  helpful  that  the  protein  secretion  machinery of L. lactis and B. subtilis is similar but not identical, allowing for the exchange of particular  components. The feasibility of such an approach is underscored by a previous study showing that the  expression of B. subtilis SecDF in L. lactis can indeed lead to improved protein production (Nouaille et  al. 2006). Conversely, the investigation on B. subtilis RasP shows that there are still secretion pathway  components that can be engineered to improve protein production, focusing attention on membrane  proteases.  Indeed,  a  recent  study  in  B.  licheniformis  showed  that  the  overproduction  of  the  signal  peptide peptidase SppA resulted in improved protein production (Cai et al. 2017).  

Altogether, it seems that there is an open ending to the here presented ‘tale of two cell factories’.  Firstly, it appears worthwhile  to further explore the improved secretion properties of the  so‐called  mini‐Bacillus strain PG10 (Aguilar Suarez et al. 2018). Since this mini‐factory lacks about 36% of the 

Bacillus  genome,  it  represents  an  attractive  platform  to  test  possible  applications  of  key  secretion 

pathway components, like SecDF, SecG or RasP. Likewise, the recently explored non‐classical secretion  pathway(s) could open new doors to enhanced secretory protein production, not only in B. subtilis  (Chen et al. 2016; Yang et al. 2011; Zhao et al. 2017), but also in L. lactis. Importantly, such future  studies should not remain limited to the secretion machinery hardware, but they may also take into  account the management of cellular resources. As shown in a recent study by Bulovic et al., the latter  can be facilitated by whole‐cell bacterial resource allocation models (Bulovic et al. 2019).    

References 

Aguilar Suarez R, Stulke J, van Dijl JM (2018) Less is more: towards a genome‐reduced Bacillus cell factory for  'difficult proteins'. ACS Synth Biol 8: 99‐108  Basell K, Otto A, Junker S, Zuhlke D, Rappen GM, Schmidt S, Hentschker C, Macek B, Ohlsen K, Hecker M, Becher  D (2014) The phosphoproteome and its physiological dynamics in Staphylococcus aureus. Int J Med Microbiol  304: 121‐132  Bulovic A, Fischer S, Dinh M, Golib F, Liebermeister W, Poirier C, Tournier L, Klipp E, Fromion V, Goelzer A (2019)  Automated generation of bacterial resource allocation models. Metab Eng 55: 12‐22 

(9)

Cai D, Wang H, He P, Zhu C, Wang Q, Wei X, Nomura CT, Chen S (2017) A novel strategy to improve protein  secretion via overexpression of the SppA signal peptide peptidase in Bacillus licheniformis. Microb Cell Fact 16:  70‐017  Chen J, Zhao L, Fu G, Zhou W, Sun Y, Zheng P, Sun J, Zhang D (2016) A novel strategy for protein production using  non‐classical secretion pathway in Bacillus subtilis. Microb Cell Fact 15: 69‐016  Harwood CR, Cranenburgh R (2007) Bacillus protein secretion: an unfolding story. Trends Microbiol 16: 73‐79  Hastie JL, Williams KB, Ellermeier CD (2013) The activity of sigmaV, an extracytoplasmic function sigma factor of  Bacillus subtilis, is controlled by regulated proteolysis of the anti‐sigma factor RsiV. J Bacteriol 195: 3135‐3144 

Heinrich  J,  Hein  K,  Wiegert  T  (2009)  Two  proteolytic  modules  are  involved  in  regulated  intramembrane  proteolysis of Bacillus subtilis RsiW. Mol Microbiol 74: 1412‐1426 

Krishnappa  L,  Dreisbach  A,  Otto  A,  Goosens  VJ,  Cranenburgh  R,  Harwood  CR,  Becher  D,  Van  Dijl  JM  (2013)  Extracytoplasmic  proteases  determining  the  cleavage  and  release  of  secreted  proteins,  lipoproteins,  and  membrane proteins in Bacillus subtilis. J Proteome Res 12: 4101‐4110 

Neef J, Koedijk DG, Bosma T, van Dijl JM, Buist G (2014) Efficient production of secreted staphylococcal antigens  in a non‐lysing and proteolytically reduced Lactococcus lactis strain. Appl Microbiol Biotechnol 98: 10131‐10141   Nouaille S, Morello E, Cortes‐Perez NG, Le Loir Y, Commissaire J, Gratadoux JJ, Poumerol E, Gruss A, Langella P  (2006)  Complementation  of  the  Lactococcus  lactis  secretion  machinery  with  Bacillus  subtilis  SecDF  improves  secretion of Staphylococcal Nuclease. App and Env Microbiol 72: 2272‐2279 

Pohl S, Bhavsar G, Hulme J, Bloor AE, Misirli G, Leckenby MW, Radford DS, Smith W, Wipat A, Williamson ED,  Harwood  CR,  Cranenburgh  RM  (2013)  Proteomic  analysis  of  Bacillus  subtilis  strains  engineered  for  improved  production of heterologous proteins. Proteomics 13: 3298‐3308 

Richardson AR, Somerville GA, Sonenshein AL (2015) Regulating the Intersection of Metabolism and Pathogenesis  in Gram‐positive Bacteria. Microbiol Spectr 3: 10.1128/microbiolspec.MBP‐0004 

Schmidt  TG,  Skerra  A  (2007)  The  Strep‐tag  system  for  one‐step  purification  and  high‐affinity  detection  or  capturing of proteins. Nat Protoc 2: 1528‐1535  Steen A, Palumbo E, Deghorain M, Cocconcelli PS, Delcour J, Kuipers OP, Kok J, Buist G, Hols P (2005) Autolysis of  Lactococcus lactis is increased upon D‐alanine depletion of peptidoglycan and lipoteichoic acids. J Bacteriol 187:  114‐124  van der Kooi‐Pol MM, de Vogel CP, Westerhout‐Pluister GN, Veenstra‐Kyuchukova YK, Duipmans JC, Glasner C,  Buist G, Elsinga GS, Westra H, Bonarius HPJ, Groen H, van Wamel, W J B, Grundmann H, Jonkman MF, van Dijl JM  (2013)  High  anti‐staphylococcal  antibody  titers  in  patients  with  epidermolysis  bullosa  relate  to  long‐term  colonization with alternating types of Staphylococcus aureus. J Invest Dermatol 133: 847‐850  van der Kooi‐Pol MM, Duipmans JC, Jonkman MF, van Dijl JM (2014) Host‐pathogen interactions in epidermolysis  bullosa patients colonized with Staphylococcus aureus. Int J Med Microbiol 304: 195‐203  van der Kooi‐Pol MM, Veenstra‐Kyuchukova YK, Duipmans JC, Pluister GN, Schouls LM, de Neeling AJ, Grundmann  H, Jonkman MF, van Dijl JM (2012) High genetic diversity of Staphylococcus aureus strains colonizing patients  with epidermolysis bullosa. Exp Dermatol 21: 463‐466  Van Dijl JM, Hecker M (2013) Bacillus subtilis: from soil bacterium to super secreting cell factory. Microbial Cell  Factories 12: 3  Wadenpohl I, Bramkamp M (2010) DivIC stabilizes FtsL against RasP cleavage. J Bacteriol 192: 5260‐5263  Westers L, Dijkstra DS, Westers H, van Dijl JM, Quax WJ (2006) Secretion of functional human interleukin‐3 from  Bacillus subtilis. J Biotechnol 123: 211‐224  Yang CK, Ewis HE, Zhang X, Lu CD, Hu HJ, Pan Y, Abdelal AT, Tai PC (2011) Nonclassical protein secretion by Bacillus  subtilis in the stationary phase is not due to cell lysis. J Bacteriol 193: 5607‐5615  Yuan J, Zweers JC, van Dijl JM, Dalbey RE (2010) Protein transport across and into cell membranes in bacteria and  archaea. Cell Mol Life Sci 67: 179‐199 

(10)

General summary and discussion  Zhao L, Chen J, Sun J, Zhang D (2017) Multimer recognition and secretion by the non‐classical secretion pathway  in Bacillus subtilis. Sci Rep 7: 44023  Zweers JC, Nicolas P, Wiegert T, Van Dijl JM, Denham EL (2012) Definition of the σ(W) regulon of Bacillus subtilis  in the absence of stress. PLoS One 7: e48471     

(11)

Referenties

GERELATEERDE DOCUMENTEN

As a first approach to determine whether an  acmA htrA  double  mutation can be  beneficial for the  production  of  S.  aureus  antigens,  the  His‐tagged 

with  Pro‐Q®  Diamond  Phosphoprotein  Gel  Stain  (Life  Technologies).  Cytosolic  cell  fractions 

The Gram‐positive bacterium Lactococcus lactis is known to be a suitable host for the expression and  secretion  of  heterologous  proteins  (Pontes  et  al. 

Healthy immune‐competent individuals display differing antibody responses to a vast array of S. aureus 

type (wt) or ΔtepA mutant control cells expressing AmyE, AmyL or BPN’ were grown for 16 hours in MBU medium.  Next,  cells  and  growth  media  were 

In contrast to the non‐producing cells, some differences in HtrA or HtrB production were observed in  amylase‐producing  mutants  that  lack  particular 

geduwd  en  op  die  manier  komt  het  aan  de  buitenkant  van  de  cel  terecht  in  de  ruimte  tussen  de  membraan  en  de  celwand.  Hier  zijn  nog 

Dankwoord ‐ Acknowledgements